نوع مقاله : پژوهشی- فارسی

نویسندگان

1 دانشجوی کارشناسی ارشد گروه علوم و صنایع غذایی، دانشکدۀ کشاورزی، واحد اصفهان (خوراسگان)، دانشگاه آزاد اسلامی، اصفهان، ایران

2 استادیار گروه علوم و صنایع غذایی، دانشکدۀ کشاورزی، واحد اصفهان (خوراسگان)، دانشگاه آزاد اسلامی، اصفهان، ایران

3 استادیار گروه میکروبیولوژی، دانشکدۀ علوم پایه، واحد فلاورجان، دانشگاه آزاد اسلامی، اصفهان، ایران

4 دانشیار گروه علوم پایه، دانشکدۀ دندانپزشکی، واحد اصفهان (خوراسگان)، دانشگاه آزاد اسلامی، اصفهان، ایران

چکیده

مقدمه: موناسکوس‌پورپورئوس یک قارچ آسکومیست رشته‌ای است که توانایی تولید رنگدانه‌های طبیعی را دارد. هدف از پژوهش حاضر بررسی تأثیر عوامل شیمیایی جهش‌زای سدیم‌آزید و اسید نیترو بر مورفولوژی قارچ موناسکوس‌پورپورئوس و تولید پایدار رنگدانه توسط این قارچ است.
مواد و روش‏‏ها: ابتدا سوسپانسیون اسپوری قارچ موناسکوس‌پورپورئوس تحت‌تأثیر عوامل جهش‌زای شیمیایی (سدیم‌آزید و اسید نیترو) قرار گرفت. سپس ویژگی‌های مورفولوژیکی (ظاهری و میکروسکوپی) پرگنه‌های مشکوک بررسی شدند. از بین این ‌‌پرگنه‌ها آنهایی که تغییرات بیشتری نسبت به سویة وحشی داشتند یا رنگدانة بیشتری تولید کرده بودند، تا دو نسل برای اندازه‌گیری زیست‌توده و رنگدانه در شرایط غوطه‌وری بررسی شدند.
نتایج: با استفاده از مواد جهش‌زا نمونه‌هایی مشاهده شدند که مورفولوژی آنها نسبت به سویة وحشی تفاوت داشتند و این نمونه‌‌ها به‌طور معنی‌داری رنگدانه‌های زرد، نارنجی و قرمز بیشتری نسبت به سویة وحشی تولید کردند (05/0P<). تولید زیست‌توده و رنگدانه‌های زرد، نارنجی و قرمز در نسل اول و دوم در نمونه‌های NA2 (اسید نیترو، 4/0 مولار، زمان 45 دقیقه)، نمونة NA3 (اسید نیترو، 4/0 مولار، زمان 30 دقیقه) و نمونة  NA6(اسید نیترو، 2/0 مولار، زمان 30 دقیقه) به‌طور معنی‌داری تغییر نکردند (05/0P<). نمونة NA2 به‌طور معنی‌داری بیشترین میزان رنگدانه را تولید کرد (05/0P<). غلظت رنگدانة زرد، نارنجی و قرمز تولیدشده توسط این نمونه به‌ترتیب 64/0، 42/0 و 45/0 واحد در هر میلی‌لیتر بود.
بحث و نتیجه‏گیری: در مطالعة حاضر مورفولوژی تمامی نمونه‌های انتخاب‌شده، نسبت به نمونة وحشی تغییراتی را نشان دادند. بیشتر نمونه‌های انتخاب‌شده به‌طور معنی‌داری رنگدانة ‌بیشتری نسبت به سویة وحشی تولید کردند که در برخی از آنها این مشخصه تا دو نسل پایدار بودند (05/0P<). روش تیمار موناسکوس‌پورپورئوس با اسید نیترو به‌طور موفقیت‌آمیزی به تولید نمونه‌هایی با تولید رنگدانة بیشتر و پایدار منجر می‌شود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Investigating the Effect of Sodium Azide and Nitrous Acid on the Morphological Characteristics of Monascus Purpureus and Pigment Production

نویسندگان [English]

  • Reyhane Kolahdozan 1
  • Mahshid Jahadi 2
  • Nafiseh-sadat Naghavy 3
  • Mohammad-Ali Zia 4

1 Department of Food Science and Technology, Faculty of Agriculture, Isfahan (Khorasgan) Branch, Islamic Azad University, Isfahan, Iran

2 Department of Food Science and Technology, Faculty of Agriculture, Isfahan (Khorasgan) Branch, Islamic Azad University, Isfahan, Iran

3 Department of Microbiology, Faculty of Basic Science, Falavarjan Branch, Islamic Azad University, Isfahan, Iran

4 Department of Basic Sciences, Isfahan (Khorasgan) Branch, Islamic Azad University, Isfahan, Iran

چکیده [English]

Introduction: Monascus purpureus is a filamentous ascomycetes fungus that has the ability to produce natural pigments. The aim of the present study was to investigate the effects of mutagenic chemical agents of Sodium Azide and Nitro Acid on the morphology of Monascus purpureus and stable pigment production by this fungus.
Materials and methods: Initial sporulation of Monascus purpuoreus was affected by chemical mutagens (Sodium Azide and Nitrous Acid). Then, the morphological features (appearance and microscopy) of the suspected colonies were examined. Wild and selected colonies were cultured under the submerge fermentation for up to two generations to measure biomass and pigment under immersion conditions.
Results: The production of biomass and yellow, orange, and red pigments in the first and second generation of NA2 (nitrous acid, 0.4 M, 45 min), NA3 (nitrous acid, 0.4 M, 30 min), and NA6 (nitrous acid, 0.2 M, 30 min) samples did not change significantly (P <0.05). NA2 sample significantly produced the maximum amount of pigment (P <0.05). The concentrations of yellow, orange, and red pigments produced by this sample were 0.64, 0.42, and 0.45 units per milliliter, respectively.
Discussion and conclusion: In the present study, the morphology of all selected samples showed changes compared to the wild sample. Most of the selected samples produced significantly more pigments than the wild strain which were stable for up to two generations (P <0.05). The treatment method of Monascos purpureus with nitrous acid can successfully lead to the production of samples with higher and more stable pigment production.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Monascus purpureus
  • Mutagenic agents
  • Morphology
  • pigment

مقدمه

قارچ‌های آسکومیست[1] رشته‌ای ازجمله موجوداتی‌اند که بیشتر در فرایندهای بیوتکنولوژی صنعتی استفاده می‌شوند. بیشتر این قارچ‌ها در شاخة آسکومایکوتا[2] طبقه‌بندی می‌شوند (1). قارچ موناسکوس یک نوع قارچ آسکومیست رشته‌ای است که ژنوم آن متعلق به کلاس آسکومایست‌ها و خانوادة موناسکاسه[3]­است. این قارچ منبعی از متابولیت‌های ثانویه با ساختار پلی‌کتیدی است که حداقل شش رنگدانه یعنی دو نوع رنگدانة زرد، دو نوع رنگدانة نارنجی و دو نوع رنگدانة قرمز تولید می‌کند (2، 3). این رنگدانه‌ها مجموعه‌ای از متابولیت‌های قارچی به نام آزافیلون‌ها هستند (4) و چندین کاربرد در صنایع غذایی مانند تولید سوسیس چینی، نودل‌های فوری و محصولات لبنی دارند و در صنایع گوشت نیز به‌جای نمک نیترات، پیش‌ساز نیتروزآمین‌ها، استفاده می‌شوند (5). از میان این رنگدانه‌ها، رنگدانة قرمز قرن‌هاست که به‌عنوان مادة رنگی خوراکی در آسیا به‌طور گسترده استفاده شده است و اکنون نیز به‌وسیلة تخمیر باموفقیت تولید می‌شود (6). یکی از مهم‌ترین چالش‌های استفاده از قارچ‌های رشته‌ای مانند موناسکوس برای تولید متابولیت‌های قارچی، کنترل مورفولوژی میسلیوم‌هاست. این ویژگی از اهمیت ویژه‌ای برخوردار است؛ زیرا مورفولوژی قارچ بر عملکرد تولید متابولیت‌های هدف در طول تخمیر غوطه‌وری تأثیر می‌گذارد. مورفولوژی میسلیوم به‌طور چشمگیری تأثیرگرفته از شرایط تخمیر مانند منابع کربن، pH، میزان مخلوط‌شدن، طراحی اسپارژر و میزان هوادهی است (7). هاگ‌زایی غیرجنسی یک روش تولیدمثلی رایج برای گونه‌های موناسکوس است. اندازه و شکل اسپورها و پرگنه‌‌های قارچ‌های رشته‌ای از عوامل مهم در شناسایی قارچ‌ها هستند (8). موناسکوس را به راحتی می‌توان با آسکوسپورهای آن تشخیص داد که ازنظر شکل به قطر 5 میکرون هستند. میسلیوم در مراحل اولیه سفید است و به‌سرعت به یک رنگ صورتی غنی و متعاقباً به یک رنگ زرد - نارنجی تغییر می‌کند (9). جهش میکروارگانیسم‌های مهم صنعتی برای توسعة موفقیت‌آمیز سویه‌های مختلف مورد نیاز در تولید محصولات مختلف زیستی مهم است (10). پیش از این، تحقیقات دیگری در زمینة ایجاد جهش بر قارچ موناسکوس‌پورپورئوس انجام شده است. در مطالعة دیکشیت و تالاپراگادا[4]، قارچ موناسکوس در معرض عوامل جهش‌زای اشعة ماوراءبنفش و اتیل‌متان‌سولفونات قرار گرفت و مورفولوژی سویه‌های جهش‌یافته نسبت به سویة وحشی تفاوت داشت. همچنین سویه‌های جهش‌یافته، لواستاتین و رنگدانة بیشتری نسبت به سویة وحشی تولید کردند (11). در مطالعة دیگری که قارچ موناسکوس در معرض اشعة ماوراءبنفش قرار گرفت، سویه‌های جهش‌یافته چند برابر رنگدانة بیشتری نسبت به سویة وحشی تولید کردند (12). با توجه به اینکه استفاده از مواد شیمیایی جهش‌زا نسبت به سایر روش‌ها ارزان‌تر و راحت‌تر است، می‌تواند نتایج بهتری در افزایش تولید محصول مدنظر نسبت به سایر روش‌های ژنتیکی پرهزینه‌تر ارائه دهد؛ ازاین‌رو در این مطالعه، سوسپانسیون قارچی موناسکوس‌پورپورئوس در معرض عوامل جهش‌زای سدیم‌آزید و اسید نیترو قرار گرفت و ویژگی‌های مورفولوژی و تولید رنگدانه بررسی شدند.

مواد و روش‌‌ها

مواد: قارچ موناسکوس پورپورئوسATCC 16362 از سازمان تحقیقات علمی و صنعتی ایران، تهیه و روی محیط سیب‌زمینی دکستروز آگار[5] کشت شد و به مدت 7 روز در انکوباتور با دمای 30 درجة سانتی‌گراد قرار گرفت. سپس در یخچال تا زمان استفاده نگهداری شد (13). همچنین، تمامی مواد شیمیایی استفاده‌شده در این مطالعه از شرکت مرک آلمان خریداری شدند.

تهیة سوسپانسیون اسپوری: به محیط کشت جامد 7 روزه آب مقطر استریل اضافه شد و اسپورها برداشته شدند. شمارش اسپورها با لام نئوبار، انجام و غلظت سوسپانسیون اسپوری به میزان 106 ×5/1 اسپور در هر میلی‌لیتر تنظیم شد (14، 15).

اعمال تیمار اسید نیترو و سدیم‌آزید: اسید نیترو با غلظت‌های 2/0، 4/0، 6/0 و 8/0 مولار به مدت 15، 30 و 45 دقیقه به اسپور‌های موناسکوس اضافه شد. برای تیمار با سدیم‌آزید، 100، 250، 500، 750 و 1000 میکروگرم بر میلی‌لیتر سدیم‌آزید به مدت 60 و 90 دقیقه به رسوب‌ها اضافه شد. سپس سلول‌ها سانتریفیوژ شدند و مادة رویی حذف شد. در مرحلة بعد، بافر فسفات به سلول‌های جداشده اضافه شد و مجدداً توسط سانتریفیوژ شستشو داده شدند. این کار سه بار تکرار شد و اسپورها در بافر فسفات به حالت محلول درآمده و روی محیط PDA کشت شدند (16، 17).

بررسی تأثیر مادة جهش‌زا بر ویژگی‌های مورفولوژی قارچ: پرگنه‌های با خصوصیات ظاهری متفاوت، انتخاب و روی محیط PDA کشت شدند و به مدت 7 روز در گرمخانه با دمای 30 درجة‌ سانتی‌گراد قرار گرفتند. ‌از روز دوم تا هفتم مشخصات پرگنه‌های جهش‌یافته نسبت به سویة وحشی بررسی و ثبت شد (11). در روز هفتم تمام ویژگی‌های میکروسکوپی با میکروسکوپ نوری نیکون (E100) ساخت ژاپن بررسی شد. قطر میسلیوم با استفاده از دوربین دیجیتال و نرم‌افزار Toup view (version: X64, 4.8.16143. 20191216)بررسی و اندازه‌گیری شد (14، 18، 19).

کشت غوطه‌وری: سوسپانسیون اسپوری نمونه‌های انتخاب‌شده در یک حمام آب در دمای 80 درجة سانتی‌گراد به مدت 1 دقیقه قرار گرفت (13، 20). به‌منظور اندازه‌گیری زیست‌توده و رنگدانه این سوسپانسیون در محیط پودر مخمر - نشاسته محلول[6]، تلقیح و در دمای 30 درجة‌ سانتی‌گراد به مدت 16 روز در انکوباتور شیکردار نگهداری شد (21، 22).

استخراج و اندازه‌گیری رنگدانه: محتویات ارلن با الکل 70 درصد مخلوط شد و در حمام اولتراسونیک و سپس در گرمخانة شیکردار قرار گرفت و سانتریفیوژ شد. پس از آن، با کاغذ صافی واتمن شماره 1 (ساخت انگلستان)، صاف و غلظت رنگدانه در سه طول موج 400، 470 و 505 نانومتر به‌ترتیب برای رنگدانة زرد، نارنجی و قرمز با اسپکتوفتومتر بررسی شد (7، 23).

اندازه‌گیری زیست‌توده: 10 میلی‌لیتر از محیط کشت حاوی میکروارگانیسم کشت داده شده با استفاده از کاغذ صافی به وزن رسیده صاف شد و در آون با دمای 65 درجة سانتی‌گراد، خشک و با ترازوی دیجیتال وزن شد. اختلاف وزن قبل و بعد کاغذ محاسبه شد (7).

تجزیه و تحلیل آماری: به‌منظور بررسی پایداربودن نمونه‌های انتخاب‌شده از طرح بلوک‌های کاملاً تصادفی استفاده شد. مقایسة میانگین‌ها با استفاده از نرمافزار SAS 9.1 و براساس آزمون حداقل تفاوت معنی‌داری[7] در سطح اطمینان 95 درصد انجام گرفت.

نتایج

تأثیر عوامل شیمیایی بر ویژگی‌های ظاهری: با توجه به جدول 1 و شکل 1، در سویة موناسکوس‌پورپورئوس وحشی در سطح پلیت پرگنه‌ها تقریباً بدون رنگ بودند و در مرکز پرگنه ‌رنگ نارنجی خیلی ملایمی مشاهده شد. رنگ پشت پرگنه به‌صورت حلقوی با هالة سفید پهن بود. شکل پرگنه، پرزی و سطح تمام پرگنه، صاف و در مرکز برآمده بود. افزایش اندازة قطر پرگنه در هر روز روند تقریباً یکنواختی داشت. اندازة ‌پرگنه‌ها بزرگ بود؛ به‌طوری‌که قطر سویة وحشی در روز هفتم 35 میلی‌متر اندازه‌گیری شد.

در پرگنه انتخاب‌شده که با 2/0 مولار اسید نیترو به مدت 45 دقیقه تیمار شده بود، رنگ سطح پرگنه، نارنجی پررنگ و در سطح کل پرگنه یکنواخت بود. رنگ پشت پرگنه قرمز تیره و یکنواخت بود و هالة خیلی باریک و شفافی مشاهده شد. بافت پرگنه پرزی و برآمدگی در کل پرگنه وجود داشت. اندازة قطر پرگنه در روز دوم تا چهارم، در هر روز 4 میلی‌متر افزایش یافت؛ درحالی‌که از روز چهارم تا هفتم این افزایش قطر پرگنه، کمتر و در هر روز 1 یا 2 میلی‌متر پرگنه بزرگ‌تر شد. پرگنه انتخاب‌شده کوچک بود و حدود 6 میلی‌متر کاهش قطر نسبت به سویة وحشی در آن مشاهده شد (شکل 1).

در تیمارNA2، تأثیرگرفته از اسید نیترو با غلظت 4/0 مولار به مدت 45 دقیقه، رنگ در سطح کل پرگنه نارنجی تیره بود و فقط هالة خیلی باریک سفیدی مشاهده شد. رنگ پشت پرگنه به‌صورت حلقوی و در مرکز قرمز خیلی تیره و پس از آن، نارنجی و زرد با هالة باریک سفید بود. سطح پرگنه کاملاً صاف بود. از روز دوم تا چهارم کشت، سرعت افزایش قطر پرگنه بالا بوده است و بیشترین افزایش قطر پرگنه از روز دوم تا سوم دیده شد. از روز چهارم به بعد، سرعت افزایش قطر پرگنه کمتر بود و قطر پرگنه در روز هفتم 20 میلی‌متر اندازه‌گیری شد (شکل 1).

همان‌طور که در شکل 2 سویة NA3 (غلظت اسید نیترو: 4/0 مولار و مدت زمان: 30 دقیقه) نشان داده شده است، رنگ سطح پرگنه در تیمار NA3 به‌صورت یکنواخت، نارنجی و رنگ پشت پرگنه به‌صورت یکنواخت قهوه‌ای تیره بود و هالة خیلی باریک زردی در پشت پرگنه قارچ دیده شد. پرگنه، برجسته و نسبت به سویة وحشی کاهش اندازة چشمگیری داشت. حداکثر افزایش قطر پرگنه در روز سوم تا چهارم بود و قطر پرگنه در روز هفتم 14 میلی‌متر اندازه‌گیری شد. اطراف پرگنه موج‌دار بود.

رنگ سطح پرگنه در تیمار NA4 (غلظت اسید نیترو: 2/0 مولار و مدت زمان: 30 دقیقه)، قهوه‌ای و نارنجی بود و حالت درهم پخش‌شدگی داشت. در پشت پرگنه رنگ به‌صورت حلقوی و در مرکز قرمز خیلی تیره، قرمز، سپس نارنجی و هالة زرد مشاهده شد. سطح پرگنه تورفتگی داشت. حداکثر افزایش قطر پرگنه در روز سوم تا چهارم دیده شد که در روز چهارم حدود 9 میلی‌متر نسبت به روز قبل افزایش داشت. اندازة پرگنه در روز هفتم 5 میلی‌متر نسبت به سویة وحشی کاهش یافته بود (شکل 2).

در تیمارNA5، تأثیرگرفته از اسید نیترو با غلظت 2/0 مولار به مدت 30 دقیقه، پرگنه به‌صورت پرزی و برآمده بود. در سطح پرگنه، رنگ‌ نارنجی روشن و نارنجی تیره‌تر حالت درهم پخش‌شدگی داشتند. پشت پرگنه رنگ به‌صورت حلقوی و در مرکز قرمز خیلی تیره، قرمز و نارنجی بود. اطراف پرگنه تقریباً صاف بود، افزایش اندازة پرگنه از روز دوم تا پنجم روند تقریباً یکنواختی داشت، از روز پنجم تا ششم هیچ تغییری مشاهده نشد و از روز ششم تا هفتم تنها 1 میلی‌متر به اندازة قطر پرگنه اضافه شد. قطر پرگنه در روز هفتم 25 میلی‌متر اندازه‌گیری شد (شکل 2).

مطابق با شکل 2 سویة NA6 (غلظت اسید نیترو: 4/0 مولار و مدت زمان: 30 دقیقه)، سطح پرگنه نارنجی رنگ بود و روی پرگنه برآمدگی کوچک دیگری دیده شد که همان برآمدگی در پشت پرگنه نیز رنگ خیلی تیره‌ای داشت. رنگ پشت پرگنه به‌صورت حلقوی و در مرکز قرمز خیلی تیره، نارنجی و با هالة سفید مشاهده شد. پرگنه به‌صورت پرزی و برآمده بود، قطر آن از روز سوم تا چهارم 11 میلی‌متر افزایش داشت و روند افزایش قطر پرگنه در بقیه روزها آهسته‌تر بود. قطر پرگنه در روز هفتم 27 میلی‌متر اندازه‌گیری شد.

در تیمار NA7، تأثیرگرفته از اسید نیترو با غلظت 4/0 مولار به مدت 15 دقیقه، پرگنه کاملاً مسطح بود. در سطح پرگنه رنگ‌ به‌صورت حلقوی و ترکیبی از چند نارنجی (تیره در مرکز پرگنه و روشن در اطراف پرگنه) بود. رنگ پشت پرگنه نیز به‌صورت حلقوی از قرمز خیلی تیره در مرکز تا نارنجی در اطراف آن بود. همچنین، هالة خیلی باریک و شفاف زردی مشاهده شد. قطر پرگنه از روز دوم تا چهارم در هر روز 8 میلی‌متر افزایش یافت و پس از آن، روند افزایش قطر پرگنه سرعت کمتری داشت. قطر پرگنه در روز هفتم 30 میلی‌متر اندازه‌گیری شد (شکل 3).

در تیمار سدیم‌آزید با غلظت 500 میکروگرم بر میلی‌لیتر و زمان 60 دقیقه (SA1)، سطح پرگنه به‌صورت کاملاً یکنواخت نارنجی و پشت پرگنه به‌صورت یکنواخت رنگ قرمز تیره با هالة شفاف زرد بود. پرگنه‌ها تقریباً برآمده بودند، قطر پرگنه از روز دوم تا پنجم افزایش یافت و از روز پنجم به بعد ثابت ماند. قطر پرگنه در روز هفتم 20 میلی‌متر بود (شکل 3).

رنگ سطح پرگنه انتخاب‌شدة SA2 (غلظت سدیم‌آزید: 750 میکروگرم بر میلی‌لیتر و مدت زمان: 90 دقیقه) نارنجی و رنگ پشت پرگنه قرمز تیره با هالة ضخیم نارنجی بود. برآمدگی کمی در مرکز پرگنه دیده شد و اطراف پرگنه تقریباً صاف بود. قطر پرگنه از روز دوم تا چهارم در هر روز 7 میلی‌متر و از روز چهارم تا ششم در هر روز 2 میلی‌متر افزایش یافت و از روز ششم تا هفتم اندازة پرگنه ثابت ماند. قطر پرگنه در روز هفتم 24 میلی‌متر اندازه‌گیری شد (شکل 3).

در سویة SA3، تأثیرگرفته از اسید نیترو با غلظت 1000 میکروگرم بر میلی‌لیتر به مدت60 دقیقه، با توجه به شکل 3، سطح پرگنه به‌صورت کاملاً یکنواخت نارنجی و پشت پرگنه به‌صورت یکنواخت قرمز تیره بود و فقط در اطراف پرگنه هالة باریک زرد مشاهده شد. پرگنه‌ها برآمده بودند و اطراف پرگنه کاملاً صاف نبود. حداکثر افزایش قطر پرگنه در روز ششم تا هفتم، مشاهده و قطر پرگنه در روز هفتم 30 میلی‌متر اندازه‌گیری شد.

تأثیر عوامل شیمیایی بر ویژگی‌های میکروسکوپی: نتایج حاصل از اعمال تیمارهای سدیم‌آزید و اسید نیترو بر ویژگی‌های میکروسکوپی نمونه‌های انتخاب‌شده به شرح زیر است که تصاویر آن در قسمت نمای میکروسکوپی شکل 1، 2 و 3 نمایش داده شده است.

در سویة وحشی قارچ موناسکوس‌پورپورئوس، مطابق با بخش ج شکل 1، میسلیوم‌ها شفاف و دیواره‌ها نازک و ساده بودند. تعداد انشعابات کم بود و آسک در بررسی میکروسکوپی ملاحظه نشد. قطر میسلیوم از 24/4 تا 6 میکرومتر متغیر بود.

در نمونة NA1 میسلیوم‌ها به نسبت زیاد پیچ خورده بودند و قطر متوسط میسلیوم‌ها 5/22 میکرومتر بود. تعداد دیوارة عرضی در طول میسلیوم زیاد بود و آسک مشاهده نشد که در بخش نمای میکروسکوپی شکل 1 ملاحظه می‌شود.

جدول 1- بررسی ویژگی‌های ظاهری پرگنه موناسکوس‌پورپورئوس

نمونه

زمان (دقیقه)

غلظت مادة جهش‌زا

رنگ سطح

رنگ پشت

بافت

قطر پرگنه (میلی‌متر)

روز 2

روز 3

روز 4

روز 5

روز 6

روز 7

 

وحشی

-

-

نارنجی خیلی ملایم

قرمز، نارنجی، زرد، با هالة پهن سفید

پرزی و در مرکز برآمده

9

15

20

25

30

35

 

NA1

45

2/0 مولار اسید نیترو

نارنجی تیره

قرمز تیره با هالة باریک و شفاف

پرزی و برآمده

7

11

15

16

17

19

 

NA2

45

4/0 مولار اسید نیترو

نارنجی تیره

قرمز تیره، نارنجی، زرد، با هالة باریک سفید

پرزی و صاف

4

10

15

17

19

20

 

NA3

30

4/0 مولار اسید نیترو

نارنجی

قهوه‌ای با هالة باریک زرد

پرزی و برآمده

1

4

9

11

12

14

 

NA4

30

2/0 مولار اسید نیترو

مرکز قهوه‌ای، نارنجی کم‌رنگ

قرمز خیلی تیره، قرمز، نارنجی ، با هالة زرد

پرزی و با تورفتگی در سطح پرگنه

7

11

20

24

27

30

 

NA5

30

2/0 مولار اسید نیترو

نارنجی کم‌رنگ و تیره‌تر

قرمز تیره و قرمز و در اطراف نارنجی

پرزی و برآمده

10

15

20

24

24

25

 

NA6

30

2/0 مولار اسید نیترو

نارنجی

قرمز تیره، نارنجی، با هالة سفید

پرزی و برآمده

1

5

16

20

23

27

 

NA7

15

4/0 مولار اسید نیترو

نارنجی تیره

قرمز تیره، نارنجی تیره، نارنجی روشن، با هالة خیلی شفاف باریک زرد

پرزی و صاف

7

15

23

26

29

30

 

SA1

60

500 میکروگرم بر میلی‌لیتر سدیم‌آزید

نارنجی تیره

قرمز تیره، با هاله شفاف زرد

پرزی و برآمده

9

14

17

20

20

20

 

SA2

90

750 میکروگرم بر میلی‌لیتر سدیم‌آزید

نارنجی

قرمز تیره با هالة نارنجی

پرزی و برآمده

7

14

21

23

24

24

 

SA3

60

1000 میکروگرم بر میلی‌لیتر سدیم‌آزید

نارنجی

قرمز یکنواخت با هالة خیلی باریک زرد شفاف

پرزی و بر آمده

9

13

19

20

21

30

 

 

با توجه به بخش نمای میکروسکوپی شکل 1، تشکیل میسلیوم در نمونة NA2 بسیار کم و محدود بود و میسلیوم‌ها بدون انشعاب بودند. قطر در طول میسلیوم متغیر (9 تا 22 میکرومتر) بود. تعداد دیواره‌های عرضی، کم و رنگدانه‌های زیادی تشکیل شده بود.

ساختار میکروسکوپی نمونة NA3 نشان داد میسلیوم‌ها در این تیمار متراکم شده بودند و انشعابات در میسلیوم‌ها کم بود. میسلیوم‌ها در برخی نواحی پیچ‌خوردگی داشتند و قطر میسلیوم 47/22 تا 6/28 میکرومتر بود.

میسلیوم‌ها در نمونة NA4 با دیواره‌های ضخیم تشکیل شده بودند. همان‌طور که در قسمت نمای میکروسکوپی شکل 2 دیده می‌شود در برخی نواحی میسلیوم از محل دیوارة عرضی قطعه‌قطعه شده بود و کلامیدوسپور کنیدیایی مشاهده شد. قطر میسلیوم از 31/19 تا 34 میکرومتر متغیر بود.

در نمونة NA5 میسلیوم‌ها متراکم و بالشتکی بودند و تشکیل حالتی شبیه به اسپورودوخیوم دیده شد. انشعابات میسلیومی در این نمونه کم بود و میسلیوم‌ها در برخی نواحی تاخورده‌ بودند. مطابق با نمای میکروسکوپی شکل 2، قطر میسلیوم نسبت به سایر تیمارها، بسیار کم و حدود 8 میکرومتر در تمام طول میسلیوم بود.

از بین نمونه‌های تیمارشده با اسید نیترو، در نمونة NA6 تعداد میسلیوم‌ها کم بود. میسلیوم‌ها دیوارة عرضی داشتند و در برخی نواحی میسلیوم‌ها خرد شده‌ بودند. قطر میسلیوم 87/18 تا 87/30 میکرومتر در طول میسلیوم متغیر بود. همان‌طور که در بخش نمای میکروسکوپی شکل 2 نشان داده شده است، میسلیوم به حالت آرتروکنیدی و کلامیدوسپور کنیدیایی تشکیل شده بود.

تشکیل میسلیوم‌ها در نمونة NA7 بسیار کم و محدود بود. مطابق با شکل 3 در قسمت نمای میکروسکوپی، در برخی نواحی میسلیوم‌ها استخوانی شکل بودند. قطر میسلیوم در این نمونه 16 تا 80/17 میکرومتر بود.

ساختار میکروسکوپی نمونة SA1 نشان داد انشعابات میسلیومی در این نمونه به‌شدت افزایش یافته است. قطر میسلیوم در طول میسلیوم‌ها متغیر بود و در برخی نقاط تورم مشاهده شد. همان‌طور که در قسمت نمای میکروسکوپی شکل 3 ملاحظه می‌شود، در برخی نقاط قطر سلول میسلیوم افزایش یافته است و تا بیش از 50 میکرومتر نیز ملاحظه شد. ورود به فاز تشکیل کلامیدوسپور کنیدیایی در شکل میکروسکوپی ملاحظه می‌شود.

میسلیوم‌ها در نمونة SA2 کم تشکیل شده‌اند؛ اما متراکم بودند. تعداد انشعابات در میسلیوم، کم و میسلیوم در برخی نواحی متورم بود. مطابق با نمای میکروسکوپی شکل 3، قطر میسلیوم از 63/21 تا 21/34 میکرومتر متغیر بود.

در نمونة SA3، همان‌طور که در قسمت نمای میکروسکوپی شکل 3 مشخص است، تشکیل میسلیوم در این نمونه بسیار کم بود و میسلیوم‌‌ها انشعابات کمی داشتند. هیچ ساختاری به غیر از میسلیوم مشاهده نشد و قطر میسلیوم 10 تا 42/14 میکرومتر متغیر بود.

 

تصویر میکروسکوپی

تصویر پشت پرگنه

تصویر سطح پرگنه

 

     

سویةWild

     

سویةNA1

     

سویة

NA2

شکل 1- روز هفتم بررسی‌ ویژگی‌های مورفولوژیکی‌ تیمارهای انتخاب‌شده. تصویر میکروسکوپی با بزرگنمایی 50 درصد

 

تصویر میکروسکوپی

تصویر پشت پرگنه

تصویر سطح پرگنه

 

     

سویة

NA3

     

سویة NA4

     

سویة NA5

     

سویة NA6

شکل 2- روز هفتم بررسی ویژگی‌های مورفولوژی تیمارهای انتخاب‌شده. تصویر میکروسکوپی با بزرگنمایی 50 درصد

 

تصویر میکروسکوپی

تصویر پشت پرگنه

تصویر سطح پرگنه

 

     

سویة NA7

     

سویة SA1

     

سویة SA2

     

سویة SA3

شکل 3- روز هفتم بررسی ویژگی‌های مورفولوژی تیمارهای انتخاب‌شده. تصویر میکروسکوپی با بزرگنمایی 50 درصد

بررسی پایداری و میزان تولید زیست‌توده، رنگدانة زرد، نارنجی و قرمز: براساس جدول 2، میزان تولید زیست‌توده در بیشتر نمونه‌های انتخاب‌شده با نمونة وحشی اختلاف آماری معنی‌داری نداشت (05/0 P<). در تولید رنگدانة زرد بین نمونه‌های انتخاب‌شده و نمونة موناسکوس‌پورپورئوس وحشی، اختلاف آماری معنی‌داری ملاحظه می‌شود (05/0 P<). میزان تولید رنگدانة زرد در نمونه‌های انتخاب‌شدةNA2 ،NA3 ،NA6 ، SA1و  SA3به‌طور معنی‌داری بیشتر از نمونة وحشی است (05/0 P<). میزان تولید رنگدانة نارنجی در نمونه‌هایNA2 ،NA3  وNA6  در هر دو نسل به‌طور معنی‌داری بیشتر از نمونة وحشی است (05/0 P<). نمونه‌هایNA2 ،NA3 ، NA6 و NA7 در هر دو نسل به‌طور معنی‌داری رنگدانة قرمز بیشتری نسبت به سویة وحشی تولید می‌کنند (05/0 P<). با بررسی میزان تولید زیست‌توده و رنگدانة زرد، نارنجی و قرمز طی نسل اول و دوم کشت مشخص شد در نمونه‌های NA2، NA3 و NA6 مانند نمونة وحشی ازلحاظ مشخصه‌های بالا اختلاف آماری معنی‌داری وجود ندارد. همچنین، مقدار زیست‌توده و رنگدانة زرد، نارنجی و قرمز تولیدشده در نسل اول و دوم تولید همچنان به‌طور معنی‌داری تغییر نکرده که نشان‌دهندة پایداری زیست‌توده و هر سه رنگدانه در نمونه‌های گفته‌شده طی دو نسل متوالی است (05/0 P<)

جدول 2- مقایسة میانگین تأثیر تیمار بر رشد زیست‌توده و تولید رنگدانة قرمز، نارنجی و زرد

رنگدانة قرمز (رنگدانه در هر میلی‌لیتر)

رنگدانة نارنجی (رنگدانه در هر میلی‌لیتر)

رنگدانة زرد (رنگدانه در هر میلی‌لیتر)

زیست‌توده ( گرم بر لیتر)

 

نمونه

نسل 2

نسل 1

نسل 2

نسل 1

نسل 2

نسل 1

نسل 2

نسل 1

f B 001/0 ± 21/0

d B 006/0 ± 23/0

f B 001/0 ± 18/0

d B 001/0 ± 18/0

f B 007/0 ± 33/0

e B 007/0 ± 32/0

b A 04/0 ± 94/4

ab A 04/0 ± 86/4

وحشی

b B 03/0 ± 49/0

a B 04/0 ± 45/0

b B 007/0 ± 43/0

a B 01/0 ± 42/0

c B 007/0 ± 65/0

b B 02/0 ± 64/0

bc A 12/0 ± 80/4

b A 04/0 ± 78/4

NA2

d B 006/0 ± 40/0

b B 005/0 ± 39/0

c B 002/0 ± 38/0

b B 001/0 ± 38/0

d B 009/0 ± 53/0

c B 002/0 ± 54/0

a A 04/0 ± 14/5

a A 004/0 ± 99/4

NA3

c B 003/0 ± 44/0

a B 004/0 ± 44/0

e B 012/0 ± 30/0

c B 03/0 ± 30/0

b C 011/0 ± 67/0

b C 007/0 ± 66/0

bc A 14/0 ± 85/4

b AB 21/0 ± 75/4

NA6

e B 004/0 ± 35/0

c B 002/0 ± 34/0

d C 001/0 ± 35/0

d D 002/0 ± 20/0

d C 004/0 ± 53/0

e D 002/0 ± 31/0

bc A 002/0 ± 87/4

c B 15/0 ± 49/4

NA7

e C 001/0 ± 32/0

d D 002/0 ± 23/0

g D 001/0 ± 11/0

d C 001/0 ± 19/0

e D 004/0 ± 44/0

d C 003/0 ± 47/0

c A 03/0 ± 73/4

b A 04/0 ± 73/4

SA1

a B 03/0 ± 68/0

d C 002/0 ± 24/0

a C 002/0 ± 52/0

d D 002/0 ± 20/0

a D 008/0 ± 72/0

a C 005/0 ± 95/0

b A 004/0 ± 92/4

ab B 03/0 ± 86/4

SA3

در هر ستون، میانگین‌های با حروف متفاوت کوچک، در سطح پنج درصد آزمون LSD اختلاف معنی‌دار دارند.

در هر ردیف، میانگین‌های با حروف متفاوت بزرگ، در سطح پنج درصد آزمون LSD به‌صورت جداگانه برای هر مشخصه اختلاف معنی‌دار دارند.

بحث و نتیجه‌گیری

بررسی ویژگی‌های مورفولوژیکی قارچ‌ها به‌خصوص قارچ موناسکوس‌پورپورئوس از اهمیت ویژه‌ای برخوردار است؛ زیرا مطالعات قبلی گزارش کرده‌اند تغییرات مورفولوژیکی یک مداخله‌کنندة اصلی در رشد سلولی و تولید رنگدانه است (24). گزارش شده است تغییرات مورفولوژی میسلیوم در قارچ‌های رشته‌ای از شاخص‌های مهم وضعیت متابولیسم طی تخمیر است (19). در مطالعة دیکشیت و تالاپراگادا، همة جهش‌یافته‌های موناسکوس تغییراتی در مورفولوژی اسپور نشان دادند که به‌نوبة‌خود بر تولید متابولیت‌های ثانویه و عملکرد آنها تأثیر گذاشته بودند (11). نتایج حاصل از بررسی عوامل جهش‌زای شیمیایی اسید نیترو و سدیم‌آزید بر ویژگی‌های ظاهری پرگنه قارچ موناسکوس‌پورپورئوس در این مطالعه نشان داد ویژگی‌های ظاهری پرگنه‌های انتخاب‌شده که در معرض عوامل شیمیایی بودند، نسبت به سویة وحشی تغییر کرده‌اند. براساس نتایج به‌دست‌آمده مشاهده شد قطر پرگنه در تمامی سویه‌های انتخاب‌شده نسبت به سویة وحشی کاهش یافته است. به نظر می‌رسد عوامل جهش‌زا باعث کاهش اندازة قطر پرگنه می‌شوند؛ زیرا در مطالعة یانگ‌اسمیت و همکاران[viii]، جهش‌های قرمز و زرد موناسکوس اندازة پرگنه کوچک‌تری نسبت به سویة وحشی داشتند (12). در مطالعة مالا و همکاران[ix] نیز که از تیمار ماوراءبنفش بر قارچ آسپرژیلوس‌نایجر استفاده کردند، اندازة پرگنه در سویه‌های جهش‌یافته کاهش یافت (25). همچنین در مطالعة جاستین و همکاران[x] که از تیمار اسید نیترو بر آسپرژیلوس‌نایجر استفاده کردند، بررسی‌های مورفولوژیکی نشان داد سویه‌های جهش‌یافته در مقایسه با سویة وحشی پرگنه‌های کوچک‌تری داشتند و این پرگنه‌ها فقط با ذره‌بین متمایز می‌شدند (26).کمترین میزان قطر مشاهده‌شده متعلق به تیمار NA3 بود که بیشترین تغییر ظاهری را نسبت به سویة وحشی داشت. اندازه و شکل پرگنه‌های قارچ‌های رشته‌ای از فاکتورهای مهم برای شناسایی قارچ‌اند. تقسیم هسته‌ای و انشعابات میسلیومی قارچ موناسکوس‌پورپورئوس وحشی تقریباً یک پرگنه مدور ایجاد می‌کند که در آن قطر با سرعت یکنواختی افزایش می‌یابد (27). افزایش اندازة قطر پرگنه در سویة وحشی در روزهای بررسی‌شده روند یکنواختی داشت؛ درحالی‌که در بیشتر سویه‌های در معرض عوامل شیمیایی، حداکثر افزایش قطر پرگنه در روز سوم تا چهارم دیده شد و پس از آن، سرعت افزایش قطر پرگنه خیلی آهسته بود و گاهی ثابت می‌ماند. رنگ سطح پرگنه تمامی تیمارها نسبت به سویة وحشی تیره‌تر بود و با افزایش زمان این رنگ تیره‌تر شد. رنگ پشت پرگنه‌‌های انتخاب‌شده قرمز تیره بود، درحالیکه در سویة وحشی نارنجی روشن بود. در مطالعه‌ای که قارچ موناسکوس در معرض جهش‌زایی قرار گرفته بود، پرگنه‌های سویة مادری سفید و نارنجی بودند؛ درحالی‌که رنگ پرگنه‌های سویة جهش‌یافته تیره‌تر و نارنجی و قرمز بود (28)؛ این نتایج با یافته‌های مطالعة حاضر مطابقت داشتند. در مطالعة حاضر هالة پرگنه در سویة وحشی سفید و پهن بود؛ درحالیکه در بقیة سویه‌ها هاله باریک‌تر و رنگی بود. میسلیوم در سویة وحشی از تمامی تیمارها، بلندتر و سفید رنگ بود؛ اما در بقیة تیمارها میسلیوم‌ها کوتاه‌تر و سفید و رنگی بود. در مطالعة سو و همکاران[xi] در موناسکوس‌پورپورئوس سویة وحشی میسلیوم بلند و سفید بود و میسلیوم سویه‌های جهش‌یافته کوتاه و سفید و قرمز بودند (28). همچنین در مطالعة دیگری، میسلیوم‌های موناسکوس‌پورپورئوس سویة وحشی بلند بود؛ اما جهش‌های سفید، زرد و قرمز میسلیوم‌های کوتاهی داشتند (14). نتایج دو مطالعة اخیر امکان ایجاد جهش در مطالعة حاضر را تأیید می‌کند. در پژوهش حاضر سطح پرگنه در سویة وحشی، صاف و فقط در مرکز برآمده بود؛ درحالیکه بیشتر سویه‌های تیمارشده سطح پرگنه‌شان کاملاً صاف یا کاملاً برآمده بود. تیمار NA2 که بیشترین رنگدانه را تولید کرده بود، سطح پرگنه صافی داشت. در مطالعة سو و همکاران، پرگنه جهش‌یافته موناسکوس‌پورپورئوس مسطح بود و به نظر می‌رسید رنگدانة قرمز بیشتری نسبت به سویة وحشی تولید کرده است (28).

براساس شکل 1، 2 و 3، ویژگی‌های میکروسکوپی نمونه‌های انتخاب‌شده از تیمارهای مختلف قارچ موناسکوس‌پورپورئوس که در معرض اسید نیترو و سدیم‌آزید بودند، بهشدت تغییر کردند. برخی تغییرات شامل ضخیم‌شدگی، پیچ‌خوردگی، تورم میسلیومی، تولید کلامیدوسپور کنیدیایی و تغییراتی در تعداد دیواره‌های عرضی در نمای میکروسکوپی مشاهده شدند. دیوارة عرضی در تیمارهای NA1، NA2، NA4 و NA6 مشاهده شد و دیوارة عرضی در تیمار NA4 قطعه‌قطعه شده بود. در بیشتر تیمارها کلامیدوسپور کنیدیایی مشاهده شد، اما کلامیدوسپور کنیدیایی در سویة وحشی دیده نشد؛ زیرا در موارد خیلی نادر کلامیدوسپور کنیدیایی تشکیل می‌شود (29). در تیمار NA1 میسلیوم‌ها بهشدت پیچ‌خوردگی داشتند و در تیمار NA3 شدت پیچ‌خوردگی کمتر بود.

بیشتر سویه‌های انتخاب‌شده ازلحاظ مورفولوژیکی و قطر میسلیوم نزدیک به هم بودند. قطر میسلیوم در سویه‌های انتخاب‌شده در مقایسه با سویة وحشی افزایش یافته بود؛ به‌طوری‌که در تیمار SA1 بیشترین افزایش قطر ملاحظه شد (شکل3) و قطر میسلیوم بیش از 50 میکرومتر بود. در مطالعة سانتیگو و همکاران[xii] که از عوامل جهش‌زا برای جهش‌زایی بر آسپرژیلوس‌نایجر استفاده کردند، طول و قطر میسلیوم در سویه‌های جهش‌یافته به‌طور معنی‌داری نسبت به سویة وحشی تغییر کرده و افزایش یافته بودند (30). تجمع رنگدانه‌های موناسکوس با مورفولوژی میسلیوم به‌ویژه قطر میسلیوم ارتباط زیادی دارد. تغییرات در قطر میسلیوم ممکن است نتیجة تجمع تودة داخل سلولی باشند و می‌توانند به‌عنوان شاخصی برای کنترل بیوسنتز و ترشح رنگدانه‌ها در تخمیر استفاده شوند. بیوسنتز رنگدانه را با تنظیم قطر میسلیوم می‌توان کنترل کرد. حفظ مورفولوژی مناسب میسلیوم، به بازدهی رنگدانه‌ای پایدار و بالا در تخمیر منجر می‌شود (19). تولیدمثل جنسی و غیرجنسی توسط سویه‌های انتخاب‌شده، در پژوهش حاضر مشاهده شد. طی 7 روز زمان گرمخانه‌گذاری تیمار NA1 آسک تولید کرده بود که آسک محصول تولیدمثل جنسی است. بقیة تیمارها هیچ‌کدام آسک تولید نکردند و عوامل شیمیایی اسید نیترو بر تولیدمثل موناسکوس تأثیر گذاشته بود؛ زیرا موناسکوس‌پورپورئوس گونه‌ای از جنس موناسکوس است که به‌طور کلی تولیدمثل غیرجنسی دارد، اگرچه اشکال کامل (اشکال تولیدمثل جنسی) نیز یافت شده‌اند (27). در پژوهش دیگری تصویر میکروسکوپی تیمارهای موناسکوس که در معرض عوامل جهش‌زا قرار گرفتند، چرخة زندگی غیرجنسی و جنسی را نشان دادند؛ آنهایی چرخة زندگی جنسی داشتند که رنگدانة بیشتری تولید کردند و ممکن است این دلیل بالاتربودن رنگدانة جهش‌یافته‌ها نسبت به سویة وحشی باشد (11). درحالی‌که در مطالعة لین و ایزوکا[xiii] موناسکوس‌کوآلیانگ جهش‌یافته توانایی تشکیل آسکوسپور (تولیدمثل جنسی) در محیط PDA را از دست داد و تمایل به تشکیل کنیدیوم (تولیدمثل غیرجنسی) داشت و رشد نیز بهشدت کاهش یافت (31)؛ بنابراین، جهش در این پژوهش تأثیر منفی بر تولید رنگدانه گذاشته است.

نتایج نشان دادند نمونه‌های انتخاب‌شده طی مراحل تیمار سوسپانسیون اسپوری با اسید نیترو به‌طور معنی‌داری با نمونة وحشی اختلاف داشتند و ویژگی‌های رشد و تولید متابولیت‌های رنگدانة زرد، قرمز و نارنجی با نمونة وحشی متفاوت بودند. میزان تولید زیست‌توده در نمونه‌های انتخاب‌شدة NA3 بیشتر از بقیة نمونه‌ها بود؛ اما در نسل اول اختلاف آماری معنی‌داری با نمونة وحشی و نمونة  SA3نداشت (05/0 P<). بیشتر سویه‌های تیمارشده به‌طور معنی‌داری رنگدانة بیشتری نسبت به سویة وحشی تولید کردند (05/0 P<). میزان تولید رنگدانة زرد، نارنجی و قرمز در نمونه‌های انتخاب‌شدةNA2 ،NA3  و NA6 به‌طور معنی‌داری بیشتر از نمونة وحشی بود (05/0 P<). در مطالعة دیکشیت و تالاپراگادا نیز سویه‌های موناسکوس جهش‌یافته دو برابر رنگدانة زرد، نارنجی و قرمز بیشتری نسبت به سویة وحشی تولید کردند (11). در پژوهش یانگ‌اسمیت و همکاران نیز پس از اندازه‌گیری رنگدانه مشخص شد جهش بیشترین تأثیر را بر افزایش تولید رنگدانة گونه‌های موناسکوس داشته است (14). در مطالعة حاضر پس از بررسی‌های انجام‌شده بر تولید رنگدانه و زیست‌توده مشخص شد به‌جز سویة وحشی اختلاف آماری معنی‌داری در نمونه‌های NA2،NA3  و NA6 در میزان زیست‌توده و رنگدانة زرد، نارنجی و قرمز طی دو نسل وجود ندارد و نشان‌دهندة پایداری این نمونه‌ها طی دو نسل متوالی است. در مطالعات قبلی نیز مشخصة رشد موناسکوس جهش‌یافته پایدار بوده است (32). در پژوهش وانگ‌سورن و همکاران[xiv] ثبات موناسکوس‌پورپورئوس جهش‌یافته نسبت به حلال‌های مختلف در سویة وحشی و تمام نسل‌های جهش‌یافته مشاهده شد (33). در مطالعات دیگر که از عوامل جهش‌زا برای جهش‌زایی دیگر میکروارگانیسم‌ها استفاده شده بود، سویه‌های جهش‌یافته تا چند نسل پایدار بودند؛ برای مثال، در مطالعه‌ای که از جهش‌زایی آسپرژیلوس‌ترئوس برای افزایش تولید لوواستاتین استفاده شد، بازده تولید لواستاتین در جهش‌یافته‌ها تا 9 نسل پایدار بود (34). نتایج پژوهش حاضر تأثیرگذاری عوامل شیمیایی جهش‌زا بر قارچ موناسکوس‌پورپورئوس را نشان داد؛ درنتیجه، با عوامل شیمیایی جهش‌زا به سویه‌هایی می‌توان دست یافت که به‌طور معنی‌داری تا چند برابر رنگدانة بیشتری نسبت به سویة وحشی تولید می‌کنند و این سویه‌ها می‌توانند پایدار باشند. به‌کارگیری اسید نیترو به‌عنوان تیمار شیمیایی جهش‌زا، بر ویژگی‌های مورفولوژیکی و تولید رنگدانة قارچ موناسکوس می‌تواند تأثیرگذار باشد که احتمالاً به‌دلیل ایجاد جهش در ساختار ژنتیکی این قارچ است.


[1]- Ascomycetes

[2]- Ascomycota

[3]- Monascaceae

[4]- Dikshit and Tallapraga

[5]- Potato dextrose agar (PDA)

[6]- Yeast powder-Soluble starch

[7]- Least Significant Difference (LSD)

[viii]- Yongsmith et al

[ix]- Mala et al

[x]- Justin et al

[xi]- Suh et al

[xii]- Santiago et al

[xiii]- Lin and Iizuka

[xiv]- Wongsorn et al

(1) Grimm LH, Kelly S, Krull R, Hempel DC. Morphology and productivity of filamentous fungi. Applied Microbiology and Biotechnology. 2005; 69 (4): 375-84.
(2) Chen W, He Y, Zhou Y, Shao Y, Feng Y, Li M, et al. Edible filamentous fungi from the species Monascus: early traditional fermentations, modern molecular biology, and future genomics. Comprehensive Reviewsin Food Science and Food Safety. 2015; 14 (5): 555-567.
(3) Kang B, Zhang X, Wuc Zh, Qi H, Wanga Zh. Effect of pH and nonionic surfactant on profile of intracellular and extracellular Monascus pigments. Process Biochemistry. 2013; 48 (5-6): 759-767.
(4) Juzlova P, Martinkova L, Kren V. Secondary metabolites of the fungus Monascus: a review. Journal of Industrial Microbiology. 1996; 16 (3): 163-170.
(5) Mapari SA, Nielsen KF, Larsen TO, Frisvad JC, Meyer AS, Thrane U. Exploring fungal biodiversity for the production of Water-Soluble Pigments as Potential Natural Food Colorants. Current Opinion in Biotechnology. 2005; 16 (2): 231-238.
(6) Feng Y, Shao Y, Chen F. Monascus pigments. Applied Microbiology and Biotechnology. 2012; 96 (6): 1421-1440.
 
(7) Lv J, Zhang BB, Liu XD, Zhang Ch, Chen L, Xu JR, et al. Enhanced production of natural yellow pigments from Monascus purpureus by liquid culture: The relationship between fermentation conditions and mycelial morphology. Journal of Bioscience and Bioengineering. 2017; 124 (4): 452-458.
(8) Ajdari Z, Ebrahimpour A, Abdul Manan M, Muhajir H, Rosfarizan M, Arbakariya BA. Nutritional requirements for the improvement of growth and sporulation of several strains of Monascus purpureus on Solid State Cultivation. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011; 2011: 487329.
(9) Pattanagul P, Pinthong R, Phianmongkho A, Leksawasdi N. Review of Angkak Production Monascus purpureus. Chiang Mai Journal of Science. 2007; 34 (3): 319-328.
(10) Radha S, Babu RS, Sridevi A, Prasad BL, Narasimha G. Development of mutant fungal strains of Aspergillus niger for enhanced production of acid protease in submerged and solid state fermentation. European Journal of Experimental Biology. 2012; 2 (5): 1517-1528.
(11) Dikshit R, Tallapragada P. Development and screening of mutants from Monascus sanguineus for secondary metabolites production. Journal of Basic and Applied Sciences. 2018; 7 (2): 235-240.
(12) Yongsmith B, Kitprechavanich V, Chitradon L, Chaisrisook Ch, Budda N. Color mutants of Monascus sp. KB9 and their comparative glucoamylases on rice solid culture. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic. 2000; 10 (1-3): 263-272.
(13) Keivani H, Jahadi M, Ghasemisepero N. Optimizing submerged cultivation for the production of red pigments by Monascus purpureus on soybean meals using response surface methodology. Applied Food Biotechnology. 2020; 7 (3): 143-152.
(14) Babitha S, Soccol CR, Pandey A. Effect of stress on growth, pigment production and morphology of Monascus sp. in solid cultures. Journal of Basic Microbiology. 2007; 47 (2): 118-126.
(15) Wolk DM, Johnson CH, Rice EW, Marshall MM, Grahn KF, Plummer CB, et al. A spore counting method and cell culture model for chlorine disinfection studies of encephalitozoon syn. Septata intestinalis. Applied and Environmental Microbiology. 2000; 66 (4): 1266-1273.
(16) Gopinath KP, Murugesan Sh, Abraham J, Muthukumar K. Bacillus sp. Mutant for improved biodegradation of congo red: random mutagenesis approach. Bioresource Technology. 2009; 100 (24): 6295-6300.
(17) Yolmeh M, Khomeiri M. Using physical and chemical mutagens for enhanced carotenoid production from Rhodotorula glutinis (PTCC 5256). Journal Biocatalysis and Agricultural Biotechnology. 2016; 8: 158-166.
(18) Zhou B, Tian Y, Zhong H. Application of a two-stage agitation speed control strategy to enhance yellow pigments production by Monascus anka mutant. Journal Of Microbiology, Biotechnology and Food Sciences. 2019; 8 (6): 1260-1264.
(19) Chen G, Huang T, Bei Q, Tian X, Wu Z. Correlation of pigment production with mycelium morphology in extractive fermentation of Monascus anka GIM 3.592. Process Biochemistry. 2017; 58: 42-50.
(20) Dikshit R, Tallapragada P. Comparative study of Monascus sanguineus and Monascus purpureus as potential sources for red pigment production. International Journal of Pharma and Bio Sciences. 2012; 3 (4): 885-895.
(21) Hamano PS, Kilikian BV. Production of red pigments by Monascus ruber in culture media containing corn steep liquor. Brazilian Journal of Chemical Engineering. 2006; 23 (6): 443-449.
(22) Ghribi D, Zouari N, Jaoua S. Improvement of bioinsecticides production through mutagenesis of Bacillus thuringiensis by u.v. and nitrous acid affecting metabolic pathways and/or delta-endotoxin synthesis. Journal of Applied Microbiology. 2004; 97 (2): 338-346.
(23) Agboyibor C, Kong WB, Chen D, Zhang AM, Niu SHQ. Monascus pigments production, composition, bioactivity and its application: A review. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology. 2018; 16: 433-447.
(24) Kim D, Ku S. Beneficial effects of Monascus sp. KCCM 10093 pigments and derivatives: a mini review. Molecules. 2018; 23 (1): 98.
(25) Mala JGS, Kamini NR, Puvanakrishnan R. Strain improvement of Aspergillus niger for enhanced lipase production. The Journal of General and Applied Microbiology. 2001; 47 (4): 181-186.
(26) Justin K, Viateur U, Prudentienne M. Use of nitrous acid mutant of Aspergillus niger for citric acid production from local cane- molasses. African Journal of Microbiology Research. 2010; 4 (13): 1446-1452.
(27) Musaalbakri AM, Rosfarizan M, Arbakariya A. The morphology and structure of red pigment producing fungus: Monascus purpureus. Journal of Microbiology & Experimentation. 2017; 5 (1): 43106.
(28) Suh SH, Rheem S, Mah JH, Lee W, Byun MW, Hwang HJ. Optimization of production of monacolin K from -irradiated Monascus Mutant by use of response surface methodology. Journal of Medicinal Food. 2007; 10 (3): 408-415.
(29) Patakova P, Branska B, Patrovsky M. Fungal Metabolites In: Mérillon JM, Ramawat KG, editor. Monascus Secondary Metabolites. 1 th ed. Prague: Springer. 2017: 821-851.
(30) Santiago SDN, González CR, Almendárez BG, Fernández FJ, Jurado AT, Ochoa SH. Physiological, morphological, and mannanase production studies on Aspergillus niger uam-gs1 mutants. Electronic Journal of Biotechnology. 2006; 9 (1): 51-60.
(31) Lin ChF, Iizuka H. Production of extracellular pigment by a mutant of Monascus kaoliang sp. nov. Applied and Environmental Microbiology. 1982; 43 (3): 671-676.
(32) Srianta I, Ristiarini S, Sen SK, Zhang BB,Xu GR, Blanc P. Recent research and development of Monascus fermentation products. International Food Research Journal. 2014; 21 (1): 1-12.
(33) Wongsorn H, Wongjewboot I, Kongruang S. Solvent stability of ultrasonic mutants of Monascus purpureus pigments. International Journal of Bioscience, Biochemistry and Bioinformatics. 2011; 1 (3): 206-210.
(34) Li ShW, Li M, Song HP, Feng JL, Tai XSh. Induction of a high-yield lovastatin mutant of Aspergillus terreus by 12C6+ heavy-ion beam irradiation and the influence of culture conditions on lovastatin production under submerged fermentation. Applied Biochemistry and Biotechnology. 2011; 165 (3-4): 913-925.