Investigation of Antibiotic Resistance Patterns and Prevalence of Resistance Genes in Clinical Isolates of Acinetobacter baumannii in a teaching hospital in Tehran

Document Type : Original Article- Persian

Authors

1 Department of Microbiology, Faculty of Advanced Science and Technology, TMS.C., Islamic Azad University, Tehran, Iran.

2 Department of Microbiology, Faculty of Medicine, TMS.C., Islamic Azad University, Tehran, Iran.

3 Department of Immunology, Faculty of Medicine, TMS.C., Islamic Azad University, Tehran, Iran.

4 Immunology Research Center, Institute of Immunology and Infectious Diseases, Iran University of Medical Sciences, Tehran, Iran.

5 Antimicrobial Resistance Research Center, Institute of Immunology and Infectious Diseases, Iran University of Medical Sciences, Tehran, Iran

Abstract

Introduction: At present, antibiotic resistance is recognized as one of the major global threats to human health. The clinical importance of Acinetobacter baumannii is due to its ability to acquire and transmit antibiotic resistance factors. Resistance genes, such as class D β-lactamases (oxacillinases), enable A. baumannii to resist the effects of several antibiotic families. The aim of this study was to investigate the antibiotic resistance pattern and estimate the prevalence of the resistance genes blaOXA-23 and blaOXA-51 in A. baumannii isolates obtained from hospitalized patients in a hospital in Tehran Province. Materials and Methods: In this study, 60 A. baumannii isolates were collected from hospitalized patients in a teaching hospital in Tehran Province in 2024. Following biochemical tests for final bacterial identification, the antibiotic susceptibility of isolates against 12 antibiotics was determined using the agar disk diffusion method. Colistin susceptibility was also evaluated using the disk diffusion method. Then, the prevalence of antibiotic resistance genes blaOXA-23 and blaOXA-51 was assessed by PCR. Results: In this study, among 60 isolates, the highest observed susceptibility was to colistin with 3.3% resistance, while the highest resistance (100%) was to imipenem, cefepime, cefotaxime, piperacillin–tazobactam, and ciprofloxacin. The prevalence of blaOXA-23 and blaOXA-51 was 81.6% and 100%, respectively. Conclusion: The increase in antibiotic resistance and widespread prevalence of resistance genes have caused serious concerns. Effective infection control and prevention of the spread of drug-resistant bacteria require precise drug prescription management and timely identification of resistant isolates.

Keywords

Full Text

مقدمه

اسینتوباکتر1 یک کوکوباسیل گرم منفی، هوازی و غیرتخمیری فرصت‌طلب، اکسیداز منفی، فاقد تاژک اما قادر به حرکت کششی، ایندول منفی و کاتالاز مثبت و دارای 39 تا 47 درصد DNA G + C است و در بسیاری از محیط‌های مراقبت‌های بهداشتی، منابع مختلف آب و خاک یافت ‌می‌شود. این باکتری در غشاهای مخاطی و فلور طبیعی پوست انسان به وفور یافت می‌شود (1-5). می‌تواند در طیف وسیعی از دما، pH و سطوح مرطوب زندگی کند. همچنین از منابع مختلف کربن و انرژی برای زنده‌ماندن استفاده ‌می‌کند. این ویژگی‌ها به تداوم و گسترش آن در محیط بیمارستان کمک ‌می‌کند (6).

گونه‌های اسینتوباکتر علت شایع عفونت‌های بیمارستانی، عمدتاً باکتریمی مرتبط با پنومونی بیمارستانی و عفونت‌های مجاری ادراری هستند. پنومونی مقاوم به چند دارو و پنومونی مرتبط با ونتیلاتور2 توسط گونه‌های اسینتوباکتر به‌طور فزاینده‌ای از نقاط مختلف جهان گزارش می‌شود (3). در میان گونه‌های عفونی، اسینتوباکتر بومانی3 به‌عنوان خطرناک‌ترین گونه توصیف شده است. توان تحمل خشکی و بقا بر سطوح خشک، به ماندگاری آن در بیمارستان کمک می‌کند (5,7).

این پاتوژن عمدتاً بیماران بستری دچار ضعف ایمنی را درگیر می‌کند و به‌دلیل پایداری طولانی‌مدت و ظهور سویه‌های مقاوم، موارد عفونت پوست و بافت نرم، دستگاه عصبی مرکزی و استخوان رو به افزایش است؛ طی سال‌های اخیر ساختار ژنتیکی و الگوی مقاومت آنتی‌بیوتیکی آن دگرگون شده و حتی سویه‌های مقاوم به تمام درمان‌های موجود نیز گزارش شده‌اند (8). این مقاومت بالا عمدتاً ناشی از مکانیسم‌هایی مانند پمپ‌های افلاکس4، آنزیم‌های بتالاکتاماز5 و توانایی تشکیل بیوفیلم6 قوی است و پیامدهای درمانی درخور توجهی دارد (9).

بتالاکتامازها آنزیم‌هایی هستند که هیدرولیز آنتی‌بیوتیک‌های بتالاکتام را کاتالیز می‌کنند و براساس موتیف‌های توالی و تفاوت در مکانیسم هیدرولیتیک می‌توان آنها را به چهار دسته بتالاکتامازهای کلاس A، B، C و D تقسیم کرد.
بتالاکتامازهای کلاس D که به‌عنوان اکسی سیلینازها7 (OXA) یا بتالاکتامازهای کلاسD  هیدرولیزکننده کارباپنم شناخته می‌شوند، می‌توانند طیف وسیعی از بتالاکتام‌ها را غیرفعال کنند و یکی از مکانیسم‌های اصلی مقاومت به کارباپنم به شمار می‌آیند. این آنزیم‌ها وابسته به سرین هستند. علاوه بر این، بتالاکتامازهای کلاس D معمولاً نمی‌توانند توسط کلاولانیک اسید، سولباکتام و تازوباکتام مهار شوند. چندین ژن blaOXA وجود دارد، ازجمله blaOXA-51، blaOXA-23، blaOXA-24، blaOXA-58، blaOXA-143 و غیره. ژن‌های کدکننده این آنزیم‌ها را می‌توان هم در کروموزوم و هم در پلاسمید یافت. علاوه بر این، Wong et al. (2019) اخیراً تأیید کرده‌اند مقاومت کارباپنم در جدایه‌های بالینی اسینتوباکتر بومانی با بیان بیش‌ازحد blaOXA-51 یا blaOXA-23 از طریق واردکردن  ISAba1 در ناحیه پروموتر آنها ایجاد می‌شود (10).

هدف این مطالعه پایش الگوی مقاومت آنتی‌بیوتیکی و برآورد میزان شیوع ژن‌های مقاومت آنتی‌بیوتیکی blaOXA-51 و blaOXA-23 در ایزوله‌های اسینتوباکتر بومانی جداشده از بیماران بستری در یکی از بیمارستان‌های آموزشی استان تهران‌ است.

مواد و روش‌ها

جداسازی و شناسایی باکتری‌ها

در این مطالعه، با کد اخلاق IR.IAU.PS.REC.1403.577، 60 ایزوله اسینتوباکتر بومانی از نمونه‌های مختلف شامل خلط، خون، کشت زخم، مایع مغزی نخاعی و سایر نمونه‌های بالینی، از بخش‌های مختلف بیمارستان آموزشی در تهران جمع‌آوری شدند. شناسایی اولیه باکتری‌ها با استفاده از روش‌های مرسوم کشت روی محیط‌های بلاد آگار و مک‌کانکی آگار انجام شد. نمونه‌ها به مدت 24 ساعت در دمای 37 درجه سانتی‌گراد انکوبه شدند. برای تأیید هویت ایزوله‌ها، آزمایش‌های بیوشیمیایی شامل تست اکسیداز، سیترات، اوره‌آز، مصرف مالونات، اکسیداسیون و تخمیر قندها، ارزیابی تحرک و تولید ایندول به کار گرفته شدند.

تأیید مولکولی ایزوله‌ها

به‌منظور تأیید گونه‌ ایزوله‌های اسینتوباکتر بومانی، حضور ژن blaOXA-51 به‌عنوان شاخص اختصاصی این گونه با روش PCR ارزیابی شد. وجود این ژن به‌عنوان ملاک قطعی شناسایی مولکولی ایزوله‌های اسینتوباکتر بومانی در نظر گرفته شد (جدول1).

جدول 1. توالی نوکلئوتیدی پرایمرهای به‌کاررفته در واکنش PCR برای شناسایی ژن‌های blaOXA-51 و blaOXA-23

Table 1. Nucleotide sequences of primers used in PCR for detection of blaOXA-51 and blaOXA-23 genes

Ref.

نام آغازگر

توالی آغازگر

 

(11)

Primer F blaOXA-51

F-5'-TAATGCTTTGATCGGCCTTG-3'

Primer R blaOXA-51

R-5'-TGGATTGCACTTCATCTTGC-3'

Primer F blaOXA-23

F-5'-GATCGGATTGGAGAACCAGA-3'

Primer R blaOXA-23

R -5'-ATTTCTGACCGCATTTCCAT-3'

ارزیابی مقاومت فنوتیپی

حساسیت باکتریایی به آنتی‌بیوتیک‌ها با استفاده از روش دیسک دیفیوژن و براساس دستورالعمل 2023 CLSI8 تعیین شد و دیسک‌های آنتی‌بیوتیکی شامل ایمی‌پنم، سفپیم، سفوتاکسیم، داکسی‌سیلین، تری‌متوپریم-سولفومتوکسازول، جنتامایسین، پیپراسیلین-تازوباکتام، آمپی‌سیلین-سولباکتام، سفتازیدیم، آمیکاسین، تتراسایکلین و سیپروفلوکساسین استفاده شدند. حساسیت به کولیستین نیز با استفاده از دیسک آنتی‌بیوتیکی ارزیابی شد. سویه‌ استاندارد  Acinetobacter baumannii (ATCC 19606) به‌عنوان کنترل کیفیت در این آزمایش به کار رفت.

ارزیابی مقاومت ژنوتیپی

برای بررسی ژن‌های blaOXA-51 و blaOXA-23 در ایزوله‌های اسینتوباکتر بومانی، واکنش زنجیره‌ای پلیمراز (PCR) به‌صورت PCR تک‌ژنی انجام شد. استخراج DNA ژنومی با استفاده از کیت استخراج DNA (شرکت پویاژن آزما، ایران) طبق دستورالعمل شرکت سازنده صورت گرفت.

واکنش PCR در حجم نهایی ۲۵ میکرولیتر تنظیم شد و ترکیب آن شامل ۱۳ میکرولیتر از مسترمیکسx ۲ (شرکت امپلیکون، دانمارک)9، 1 میکرولیتر از محلول کاری هریک از پرایمرهای فوروارد و ریورس (تهیه‌شده با رقت ۱:۵ از محلول اولیه پرایمر طبق دستورالعمل شرکت سازنده)، 3 میکرولیتر DNA الگو، 7 میکرولیتر آب دیونیزه بود.

برنامه چرخه دمایی شامل دناتوراسیون10 اولیه در ۹۴ درجه سانتی‌گراد به مدت ۵ دقیقه، سپس ۳۶ چرخه شامل دناتوراسیون در ۹۴ درجه سانتی‌گراد به مدت ۴۵ ثانیه، اتصال پرایمرها11 در 52 درجه سانتی‌گراد به مدت ۴۵ ثانیه و گسترش12 در 72 درجه سانتی‌گراد به مدت ۴۵ ثانیه بود. در پایان، مرحله گسترش نهایی در 72 درجه سانتی‌گراد به مدت ۱۰ دقیقه انجام شد. محصولات PCR روی ژل آگارز 5/1 درصد حاوی اتیدیوم بروماید، الکتروفورز و با نور UV بررسی شدند. برای تعیین اندازه قطعات، از نشانگر DNA با وزن مولکولی13 bp۵۰ استفاده شد. اندازه آمپلیکون‌های مورد انتظار برای ژن‌های blaOXA-51،  bp353 و برای ژن‌های blaOXA-23،  bp501 بود.

تحلیل آماری داده‌ها

بررسی‌های آماری با استفاده از نرم افزار SPSS14 و بر مبنای Chi-square انجام شد.

نتایج

نتایج جداسازی و شناسایی باکتری‌ها

شناسایی فنوتیپی ایزوله‌ها با استفاده از آزمون‌های بیوشیمیایی انجام شد. نتایج این آزمون‌ها با ویژگی‌های گونه اسینتوباکتر بومانی مطابقت داشت و بدین‌ترتیب شناسایی ایزوله‌ها در سطح گونه تأیید شد.

از 60 ایزوله اسینتوباکتر بومانی جداشده از بیماران بستری در بخش‌های مختلف بیمارستانی در تهران، 23 نفر (33/38 درصد) زن و 37 نفر (67/61 درصد) مرد بودند. اپیدمیولوژی اسینتوباکتر بومانی از لحاظ نوع نمونه و پراکندگی در بخش‌های مختلف بیمارستان بررسی شد. از نظر اپیدمیولوژیک، 65 درصد از ایزوله‌ها از نمونه‌های خلط به دست آمدند و از نظر توزیع ایزوله‌ها در بخش‌های بیمارستانی، بخش مراقبت‌های ویژه جراحی15 بیشترین فراوانی را با 6/21 درصد به خود اختصاص داد (نمودار ۱ و نمودار ۲).

نمودار 1. توزیع فراوانی انواع نمونه‌های بالینی جدایه‌های اسینتوباکتر بومانی. اعداد روی نمودار بیانگر درصد (و تعداد) نمونه‌ها بوده و ستون‌ها به‌ترتیب نزولی مرتب شده‌اند. مخفف‌ها :BAL :لاواژ برونکوآلوئولار؛ Bile: ترشحات صفراوی؛ Mini-BAL: مینی-لاواژ برونکوآلوئولار؛ CSF: مایع مغزی-نخاعی.

Figure 1. Frequency distribution of clinical sample types of Acinetobacter baumannii isolates. Numbers on the chart indicate the percentage (and count) of samples, and bars are arranged in descending order Abbreviations: BAL, Bronchoalveolar lavage; Bile, Biliary drainage; Mini-BAL, Mini-bronchoalveolar lavage; CSF, Cerebrospinal fluid.

نمودار ۲. توزیع فراوانی جدایه‌های اسینتوباکتر بومانی در بخش‌های مختلف بیمارستان. اعداد روی نمودار بیانگر درصد (و تعداد) جدایه‌ها بوده و ستون‌ها به‌ترتیب نزولی مرتب شده‌اند. مخفف‌ها: :SICU مراقبت‌های ویژه جراحی؛ MICU: مراقبت‌های ویژه داخلی؛ PICU: مراقبت‌های ویژه کودکان؛ PCCU: مراقبت‌های قلبی کودکان؛ Bronchoscopy OR: اتاق عمل برونکوسکوپی.

Figure 2. Frequency distribution of Acinetobacter baumannii isolates in hospital wards. Numbers on the chart indicate the percentage (and count) of isolates, and bars are arranged in descending order. Abbreviations: SICU, Surgical Intensive Care Unit; MICU, Medical Intensive Care Unit; PICU, Pediatric Intensive Care Unit; PCCU, Pediatric Cardiac Care Unit; Bronchoscopy OR, Bronchoscopy Operating Room.

 نتایج تأیید مولکولی ایزوله‌ها

به‌منظور تأیید گونه‌ ایزوله‌ها، حضور ژن ذاتی blaOXA-51 با روش PCR ارزیابی شد و در همه ۶۰ ایزوله (100 درصد) مشاهده شد؛ بنابراین، تمامی ایزوله‌ها به‌طور مولکولی به‌عنوان اسینتوباکتر بومانی تأیید شدند.

 نتایج ارزیابی مقاومت فنوتیپی

براساس آزمون دیسک‌دیفیوژن مطابق دستورالعمل 2023 CLSI، الگوی مقاومت آنتی‌بیوتیکی ۶۰ ایزوله اسینتوباکتر بومانی نسبت به ۱۲ دیسک آنتی‌بیوتیکی ارزیابی شد. حساسیت به کولیستین نیز با استفاده از دیسک آنتی‌بیوتیکی بررسی شد. کمترین میزان مقاومت در میان آنتی‌بیوتیک‌های بررسی‌شده مربوط به کولیستین بود که تنها 3/3 درصد از ایزوله‌ها نسبت به آن مقاومت نشان دادند. در مقابل، 100 درصد مقاومت نسبت به ایمی‌پنم، سفپیم، سفوتاکسیم، پیپراسیلین-تازوباکتام و سیپروفلوکساسین مشاهده شد (نمودار3).

 نتایج ارزیابی مقاومت ژنوتیپی

در میان ۶۰ ایزوله اسینتوباکتر بومانی، شیوع ژن‌های blaOXA-51 و blaOXA-23 به‌ترتیب 100 و 6/81 درصد بود. نوارهای اختصاصی در حدود bp ۳53 (blaOXA-51) و bp 501 (blaOXA-23) روی ژل آگارز مشاهده شدند (شکل1).

 نمودار 3. الگوی مقاومت آنتی‌بیوتیکی جدایه‌های اسینتوباکتر بومانی. مقادیر روی نمودار بیانگر درصد مقاومت (در ۶۰ جدایه) بوده و ستون‌ها به‌ترتیب نزولی مرتب شده‌اند. مخفف‌ها:  IPM: ایمی‌پنم؛ FEP: سفپیم؛ CTX: سفوتوکسیم؛ TZP: پیپراسیلین/تازوباکتام؛ CAZ: سفتازیدیم؛ AK: آمیکاسین؛ GEN: جنتامایسین؛ CIP: سیپروفلوکساسین؛ TET: تتراسایکلین؛ SAM: آمپی‌سیلین/سولباکتام؛ SXT: تری‌متوپریم/سولفامتوکسازول؛ DOX: داکسی‌سایکلین؛ COL: کولیستین.

Figure 3. Antimicrobial resistance pattern of Acinetobacter baumannii isolates. Values on the chart indicate the resistance percentage (n=60), and bars are arranged in descending order. Abbreviations: IPM, Imipenem; FEP, Cefepime; CTX, Cefotaxime; TZP, Piperacillin/Tazobactam; CAZ, Ceftazidime; AK, Amikacin; GEN, Gentamicin; CIP, Ciprofloxacin; TET, Tetracycline; SAM, Ampicillin/Sulbactam; SXT, Trimethoprim-Sulfamethoxazole; DOX, Doxycycline; COL, Colistin.

شکل 1. الکتروفورز ژل آگارز (5/1 درصد) محصولات.PCR  (a) شناسایی ژن blaOXA-51 در ناحیه ۳۵۳ جفت‌بازی (bp) و (b) شناسایی ژن blaOXA-23 در ناحیه ۵۰۱ جفت‌بازی(bp) . M نشان‌دهندة وزن مولکولی (DNA Ladder) ۵۰ جفت‌بازی؛ NTC: کنترل منفی؛ PTC: کنترل مثبت.

Figure 1. Agarose gel electrophoresis (1.5%) of PCR products. (a) Amplification of blaOXA-51 gene at 353 bp and (b) identification of blaOXA-23 gene at 501 bp. M: 50 bp molecular weight marker (DNA Ladder); NTC: Negative control; PTC: Positive control.

نتایج تحلیل آماری داده‌ها

بررسی‌های آماری با استفاده از نرم‌افزار SPSS و بر مبنای Chi-square، نشان دادند ارتباط شیوع ژن blaOXA-23 با جنسیت (P= 0.128)، نوع نمونه (P= 0.73) و بخش‌های مختلف بیمارستان (P= 0.88) معنی‌دار نیست.

 بحث و نتیجه‌گیری

در مطالعه حاضر، از نظر منبع نمونه، بیشتر نمونه‌ها مربوط به دستگاه تنفسی (خلط) بود و رتبه دوم به نمونه‌های لاواژ برونکوآلوئولار16 تعلق داشت. این الگو با گزارش‌های متعدد هم‌خوان است؛ برای نمونه، Wang et al. (2024) بیشترین جدایه‌ها را از نمونه‌های تنفسی گزارش کردند و   Castillo Bejarano et al. (2023) نیز سهم غالب نمونه‌های تنفسی را نشان دادند (13,12). در پژوهش Mohammed et al. (2022)، 77/55 درصد نمونه‌ها مربوط به دستگاه تنفسی بود و کمترین نمونه از ادرار به دست آمد (14). در مطالعه Konca et al. (2021)، 72/72 درصد نمونه‌ها از خلط جمع‌آوری شد (15). در پژوهش حاضر، 33/38 درصد از ایزوله‌های اسینتوباکتر بومانی از زنان و 67/61 درصد از مردان به دست آمد و الگوی مشاهده‌شده در توزیع جنسیتی با برخی شواهد پیشین هم‌خوانی دارد؛ برای مثال، Jain et al. (2019)، در میان 107 بیمار، 70 مرد (42/65 درصد) و 37 زن (58/34 درصد) گزارش کردند (16). باید توجه داشت نسبت زنان به مردان در مطالعات مختلف ثابت نیست و این نسبت با توجه به ویژگی‌های جمعیت مورد مطالعه و بخش‌های بالینی هر پژوهش تغییر می‌کند.

همانند الگوی گزارش‌شده توسط Wang et al. (2024) و Asaad et al. (2021) در مطالعه حاضر نیز بخش مراقبت‌های ویژه جراحی،  بیشترین جدایه‌ها را به خود اختصاص داد (12,17). داده‌های Boral et al. (2019) نیز مشابه پژوهش حاضر، سهم غالب SICU را نشان می‌دهد (18).

درمجموع، تمرکز جدایه‌ها در نمونه‌های تنفسی و در بخش‌های مراقبت‌های ویژه نشان می‌دهد بیماران بدحال با درگیری ریوی در این بخش‌ها می‌توانند مهم‌ترین مخزن این پاتوژن در محیط بیمارستان باشند. سهم بیشتر مردان در میان بیماران، به احتمال زیاد ناشی از بالاتربودن نسبت کلی بیماران مرد در این بخش‌هاست و لزوماً به معنای استعداد ذاتی بالاتر برای عفونت در یک جنس خاص نیست.

در آزمون حساسیت ضدمیکروبی براساس دیسک‌دیفیوژن، بیشترین حساسیت مشاهده‌شده مربوط به کولیستین بود (3/3 درصد مقاومت)؛ درحالی‌که برای ایمی‌پنم، سفپیم، سفوتاکسیم، پیپراسیلین–تازوباکتام و سیپروفلوکساسین مقاومت 100 درصد ثبت شد. این الگوی مقاومت با نتایج مطالعات پیشین نیز هم‌خوان است؛ برای مثال، رضایی و همکاران (2021) گزارش کردند در 60 جدایه اسینتوباکتر بومانی، 98 درصد به آمیکاسین، سفتازیدیم و سفتریاکسون مقاوم بودند، همه به سفکسیم مقاوم و به کولیستین حساس بودند (19). در مطالعهNogbou et al. (2021) ، از 100 نمونه، همه ایزوله‌ها نسبت به سفتازیدیم، سفپیم و پیپراسیلین-تازوباکتام مقاوم و 100 درصد به کولیستین حساس بودند (20). همچنین علوی‌مقدم و همکاران (2020) نشان دادند در 121 سویه، حساسیت به کولیستین 100 درصد و به سفتریاکسون 5/16 درصد بود (1). به‌علاوه، El‑Badawy et al. (2019) گزارش کردند تمامی جدایه‌های مقاوم به کارباپنم نسبت به پلی‌میکسین B و کولیستین حساس بودند (21).

مجموع این یافته‌ها نشان می‌دهند این الگوی مقاومت، بر ضرورت بازنگری در درمان تجربی، تقویت برنامه‌های کنترل عفونت و نظارت سختگیرانه بر مصرف آنتی‌بیوتیک‌های حیاتی مانند کولیستین برای پیشگیری از ظهور مقاومت دلالت دارد.

از نظر ژنتیکی، شیوع blaOXA-51 و blaOXA-23 به‌ترتیب 100 و 6/81 درصد بود. حضور همگانی blaOXA-51با نقش آن به‌عنوان نشانگر گونه‌ای اسینتوباکتر بومانی هم‌خوان است و فراوانی بالای blaOXA-23 نیز با گزارش‌های متعدد از بیماران بستری، به‌ویژه در بخش مراقبت‌های ویژه سازگار است. این یافته‌ها با گزارش‌های داخلی نیز قابل مقایسه است؛ برای مثال، Ahamdkazem et al. (2024)، توزیع ژن‌های blaOXA-51 و blaOXA-23 را در ایزوله‌های بالینی اسینتوباکتر بومانی، بررسی و شیوع بالایی از ژن‌های OXA را گزارش کردند (22). با این حال، تفاوت‌های مشاهده‌شده بین مطالعات می‌تواند ناشی از اختلاف در سال و مرکز مطالعه، ترکیب نمونه‌های بالینی، بخش‌های بیمارستانی، پنل آنتی‌بیوتیک‌های بررسی‌شده و نیز معیار انتخاب ایزوله‌ها برای آزمون‌های مولکولی باشد؛ ازاین‌رو، داده‌های به‌روز و مرکز-محور از استان تهران می‌تواند به تصمیم‌گیری درمانی و برنامه‌های کنترل عفونت کمک کند.

در مطالعه Papadopoulou et al. (2024)، حضور ژن blaOXA-51 در همه جدایه‌ها تأیید شد. به‌استثنای یک ایزوله بالینی که تست آن منفی بود، بقیه جدایه‌ها برای ژن blaOXA-23 مثبت بودند (23). Al‑Rashed et al. (2023)، از بین 50 نمونه، blaOXA-51 در تمام 50 جدایه و blaOXA-23 در 41 جدایه (82 درصد) شناسایی شد (24). در مطالعه‌ هاشمی‌زاده و همکاران (2022)، از بین 170 جدایه اسینتوباکتر بومانی مقاوم به کارباپنم، blaOXA-23 در 71 نمونه (7/41 درصد) مثبت بود (25). رضایی و همکاران (2021) نیز وجودblaOXA-51  و blaOXA-23 را به‌ترتیب در 60 جدایه (100 درصد) و 51 جدایه (85 درصد) نشان دادند (19). Nogbou et al. (2021) ، از بین 100 نمونه، blaOXA-23 را در 99 درصد جدایه‌ها گزارش دادند (20). در میان ۱۲۱ جدایه اسینتوباکتر بومانی گزارش‌شده توسط علوی‌مقدم و همکاران (2020)، 75 جدایه (98/61 درصد) برای ژن blaOXA-23 و همه 121 جدایه (100 درصد) برای ژن blaOXA-51 مثبت بودند (1). در مطالعه Genteluci et al. (2020)، از بین 92 نمونه، همه جدایه‌ها دارای ژن  blaOXA-51و 94 درصد دارای ژن blaOXA-23 بودند (26). El‑Badawy et al. (2019)، از بین 32 نمونه،blaOXA-51  و blaOXA-23 را به‌ترتیب 100 و 5/87 درصد گزارش دادند (21).

یافته‌های این پژوهش در کنار مطالعات اخیر نشان می‌دهند blaOXA-23 همچنان یکی از محرک‌های اصلی ایجاد مقاومت به کارباپنم‌ها در ایزوله‌های بیمارستانی است؛ هرچند میزان و الگوی شیوع آن با توجه به بافت اپیدمیولوژیک و الگوهای مصرف آنتی‌بیوتیک بین مراکز مختلف متفاوت است.

یکی از محدودیت‌های این مطالعه، استفاده از روش دیسک‌دیفیوژن برای ارزیابی حساسیت به کولیستین است؛ درحالی‌که روش مرجع توصیه‌شده برای این دارو، تعیین حداقل غلظت مهارکنندگی17 با روش میکرودایلوشن براث است. بنابراین، نتایج مربوط به الگوی حساسیت به کولیستین باید با احتیاط بیشتری تفسیر شود.

نتایج این پژوهش نشان می‌دهند باید راهبردهای کنترل عفونت در بخش مراقبت‌های ویژه تقویت شود. تعداد محدود نمونه‌های بررسی‌شده، تک‌مرکزی‌بودن مطالعه و نبود تایپینگ مولکولی، تعمیم‌پذیری یافته‌ها را محدود می‌کند؛ ازاین‌رو، توصیه می‌شود در مطالعات آینده، ردیابی کلونال جدایه‌ها و پایش روند مقاومت آنتی‌بیوتیکی در طول زمان انجام شود.

این مطالعه تصویری به‌روز از مقاومت آنتی‌بیوتیکی و ژن‌های کلیدی اسینتوباکتر بومانی در بیمارستانی در تهران ارائه می‌دهد. فراگیری blaOXA-51، جایگاه آن را به‌عنوان نشانگر استاندارد شناسایی گونه تثبیت می‌کند و شیوع بالای blaOXA-23  بر حضور و انتشار کارباپنمازها در بیمارستان دلالت می‌کند. پیام عملی مطالعه، تقویت مدیریت مصرف آنتی‌بیوتیک، به‌روزرسانی منظم آنتی‌بیوگرام‌ها و اجرای جدی اقدامات کنترل عفونت به‌خصوص در بخش‌ مراقبت‌های ویژه است. برای گام‌های بعدی، گسترش پنل ژنی و ردیابی سویه‌های مقاوم توصیه می‌شود تا تصمیم‌های درمانی دقیق‌تر و مداخلات هدفمندتر امکان‌پذیر شود.

 

References

  • Alavi-Moghaddam M, Dolati M, Javadi A, Ghobadi Saki B, Karami-Zarandi M, Khoshnood S. Molecular detection of oxacillinase genes and typing of clinical isolates of Acinetobacter baumannii in Tehran, Iran. Journal of Acute Disease. 2020;9(1):33-39. https://doi.org/10.4103/2221-6189.274016
  • Mittal KR, Jain N, Srivastava P, Jain CK. Multidrug-Resistant Acinetobacter baumannii: An Emerging Aspect of New Drug Discovery. Recent Advances in Anti-Infective Drug Discovery. 2023; 18(1):29-41. https://doi.org/10.2174/2772434417666220912120726
  • Cortazzo, V., Agosta, M., Gaspari, S., Vrenna, G., Lucignano, B., Onori, M., Di Ruscio, V., Mancinelli, L., Domo, D., Perno, C. F., & Bernaschi, P. (2023). First Case of VIM-1-like-Producing Pseudomonas putida Bacteremia in an Oncohematological Pediatric Patient in Italy. Antibiotics.12(6), 1033.          https://doi.org/10.3390/antibiotics12061033
  • Ren X, Palmer LD. Acinetobacter metabolism in infection and antimicrobial resistance. Infection and Immunity. 2023;91(6):e00433-22. https://doi.org/10.1128/iai.00433-22
  • Vázquez-López R, Solano-Gálvez SG, Juárez Vignon-Whaley JJ, Abello Vaamonde JA, Padró Alonzo LA, Rivera Reséndiz A, et al. Acinetobacter baumannii resistance: a real challenge for clinicians. Antibiotics. 2020;9(4):205. https://doi.org/10.3390/antibiotics9040205
  • Saral A, Cinemre S, Okumuş F, Akar Z, Copur Cicek A, Düzgün A. Investigation of class 1 integrons with antibiotic resistance genes in multidrug-resistant Acinetobacter baumannii strains and determination of plant extract effects on multidrug-resistant isolates. Farmacia. 2021;69(5):914-918. https://doi.org/10.31925/farmacia.2021.5.13
  • Michiels JE, Van den Bergh B, Fauvart M, Michiels J. Draft genome sequence of Acinetobacter baumannii strain NCTC 13423, a multidrug-resistant clinical isolate. Standards in Genomic Sciences. 2016;11:1-5. https://doi.org/10.1186/s40793-016-0181-7
  • Shenoy B, Reddy RI, Babu RM. Clinical spectrum and antibiogram of acinetobacter infections in children study from a tertiary care centre india. International Journal of Innovative Science and Research Technology. 2023;8(4):1041-1045. https://doi.org/10.5281/zenodo.7889065
  • Ghanipour F, Nazari R, Aghaee SS, Jafari P. Evaluation of the antimicrobial ability of probiotics against nosocomial infections by inhibiting Ompa gene expression in Acinetobacter Baumannii. Journal of Arak University of Medical Sciences. 2022;24(6):854-867. https://doi.org/10.32598/JAMS.24.6.6662.1 [In Persian]
  • Kyriakidis I, Vasileiou E, Pana ZD, Tragiannidis A. Acinetobacter baumannii antibiotic resistance mechanisms. Pathogens. 2021;10(3): https://doi.org/10.3390/pathogens10030373
  • Sotomayor N, Villacis JE, Burneo N, Reyes J, Zapata S, Bayas-Rea RLÁ. Carbapenemase genes in clinical and environmental isolates of Acinetobacter from Quito, Ecuador. Peer J. 2024;12:e17199. https://doi.org/10.7717/peerj.17199
  • Wang M, Ge L, Chen L, Komarow L, Hanson B, Reyes J, et al. Clinical outcomes and bacterial characteristics of carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii among patients from different global regions. Clinical Infectious Diseases. 2024;78(2):248-258. https://doi.org/10.1093/cid/ciad556
  • Castillo Bejarano JI, Llaca Díaz J, de la O Cavazos ME, Sánchez Alanís H, Mascareñas de los Santos AH, Espinosa-Villaseñor F, et al. Carbapenem-Resistant Acinetobacter baumannii Infection in Children From a Third-Level Hospital in Mexico: Clinical Characteristics and Molecular Epidemiology. Journal of the Pediatric Infectious Diseases Society. 2023;12(7): 431-435. https://doi.org/10.1093/jpids/piad045
  • Mohammed SH, Ahmed MM, Abd Alameer Abd Alredaa N, Haider Abd Alabbas H, Mohammad Ali ZD, Abed Al-Wahab ZZ, et al. Prevalence of Acinetobacter species isolated from clinical samples referred to Al-Kafeel Hospital, Iraq and their antibiotic susceptibility patterns from 2017-2021. Iranian Journal of Medical Microbiology. 2022;16(1):76-82. https://doi.org/10.30699/ijmm.16.1.76
  • Konca C, Tekin M, Geyik M. Susceptibility patterns of multidrug-resistant Acinetobacter baumannii. The Indian Journal of Pediatrics. 2021; 88:120-126. https://doi.org/10.1007/s12098-020-03346-4
  • Jain M, Sharma A, Sen MK, Rani V, Gaind R, Suri JC. Phenotypic and molecular characterization of Acinetobacter baumannii isolates causing lower respiratory infections among ICU patients. Microbial Pathogenesis. 2019;128:75-81. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2018.12.023
  • Asaad AM, Ansari S, Ajlan SE, Awad SM. Epidemiology of biofilm producing Acinetobacter baumannii nosocomial isolates from a tertiary care hospital in Egypt: a cross-sectional study. Infection and Drug Resistance. 2021;14:709-717. https://doi.org/10.2147/IDR.S261939
  • Boral B, Unaldi Ö, Ergin A, Durmaz R, Köseoğlu Eser Ö. A prospective multicenter study on the evaluation of antimicrobial resistance and molecular epidemiology of multidrug-resistant Acinetobacter baumannii infections in intensive care units with clinical and environmental features. Annals of Clinical Microbiology and Antimicrobials. 2019;18:1-9. https://doi.org/10.1186/s12941-019-0319-8
  • Rezaei M, vand Yousefi J, Harzandi N, Sharifizadeh M, Rahbar M. Production of blaOXA-23 type genes carrying by Acinetobacter baumannii isolated from hospitalized patients in Tehran, Iran. Reviews and Research in Medical Microbiology. 2021;32(2):102-105. https://doi.org/10.1097/MRM.0000000000000224
  • Nogbou ND, Phofa DT, Nchabeleng M, Musyoki AM. Investigating multi-drug resistant Acinetobacter baumannii isolates at a tertiary hospital in Pretoria, South Africa. Indian Journal of Medical Microbiology. 2021; 39(2): 218-223. https://doi.org/10.1016/j.ijmmb.2021.03.005
  • El-Badawy MF, Abdelwahab SF, Alghamdi SA, Shohayeb MM. Characterization of phenotypic and genotypic traits of carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii clinical isolates recovered from a tertiary care hospital in Taif, Saudi Arabia. Infection and Drug Resistance. 2019;12:3113-3124. https://doi.org/10.2147/IDR.S206691
  • Ahamdkazem H, Behboudian B, Dowlatabadi S, Vadaei-Kheiri E. Investigation of multidrug resistance (MDR) and distribution of blaPER, blaOXA-51 and blaOXA-23 genes in Acinetobacter baumannii strains isolated from patients. Journal of Microbial Biology. 2024;13(51):81-96. https://doi.org/10.22108/bjm.2024.142453.1609 [In Persian]
  • Papadopoulou M, Deliolanis I, Polemis M, Vatopoulos A, Psichogiou M, Giakkoupi P. Characteristics of the Genetic Spread of Carbapenem-Resistant Acinetobacter baumannii in a Tertiary Greek Hospital. Genes. 2024;15(4):458. https://doi.org/10.3390/genes15040458
  • Al-Rashed N, Bindayna KM, Shahid M, Saeed NK, Darwish A, Joji RM, et al. Prevalence of Carbapenemases in Carbapenem-Resistant Acinetobacter baumannii Isolates from the Kingdom of Bahrain. Antibiotics. 2023;12(7):1198. https://doi.org/10.3390/antibiotics12071198
  • Hashemizadeh Z, Hatam G, Fathi J, Aminazadeh F, Hosseini-Nave H, Hadadi M, et al. The Spread of Insertion Sequences Element and Transposons in Carbapenem Resistant Acinetobacter baumannii in a Hospital Setting in Southwestern Iran. Infection & Chemotherapy. 2022;54(2):275-286. https://doi.org/10.3947/ic.2022.0022
  • Genteluci GL, Gomes DB, Pereira D, Neves MD, de Souza MJ, Rangel K, et al. Multidrug-resistant Acinetobacter baumannii: differential adherence to HEp-2 and A-549 cells. Brazilian Journal of Microbiology. 2020;51:657-664. https://doi.org/10.1007/s42770-020-00252-x

Files

Share

How to cite

Statistics