مطالعۀ همزیستی قارچ‌های میکوریز آربوسکولار با برخی گیاهان دارویی علفی یک‌ساله‌ و شناسایی ریخت‌شناختی گونه‌های غالب این قارچ‌ها در استان کرمان

نوع مقاله: پژوهشی- فارسی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری گروه گیاهپزشکی،دانشکده کشاورزی،دانشگاه لرستان،خرم آباد،ایران

2 دانشیار گروه گیاهپزشکی، دانشکده کشاورزی دانشگاه لرستان، خرم آباد ، ایران

3 گروه گیاه پزشکی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ولی عصر رفسنجان ، ایران

4 گروه گیاهپزشکی،دانشکده کشاورزی،دانشگاه لرستان،خرم‌آباد،ایران

10.22108/bjm.2020.120148.1242

چکیده

چکیده
مقدمه: میکوریز آربوسکولار رایج‌ترین نوع همزیستی با گیاهان را در بین انواع مختلف قارچ‌های میکوریز تشکیل می‌دهد. کلونیزاسیون ریشه با این قارچ‌ها سبب افزایش مقاومت گیاهان در برابر تنش‌های زنده و غیرزنده، افزایش رشد ازطریق افزایش جذب عناصر، بهبود‌یافتن رابطۀ آبی گیاهان و حفاظت از گیاهان در برابر بیماری‌ها می‌شود.
مواد و روش‏‏ها: در مطالعۀ حاضر، هشت گیاه از مناطق جوپار و ماهان استان کرمان انتخاب شدند و نمونه‌برداری از عمق صفر تا 30 سانتی‌متری ناحیۀ ریزوسفر هر گیاه شامل خاک و ریشه‌های نازک به‌منظور محاسبۀ فراوانی قارچ‌های میکوریز آربوسکولار در خاک، شناسایی اسپورها و تعیین درصد کلونیزاسیون ریشه انجام شد. روش فیلیپس و هایمن برای رنگ‌آمیزی ریشه‌ها استفاده و درصد کلونیزاسیون ریشه‌ها تعیین شد. تراکم اسپور در نمونه‌های خاک پس‌از جداسازی اسپورها از 10 گرم نمونۀ خاک به روش الک مرطوب به دست آمد و اسپورهای موجود و همچنین اسپور غالب در خاک هر گیاه بررسی و سپس بررسی آماری داده‌ها انجام شد.
نتایج: تمام نمونه‌های ریشۀ بررسی‌شده رابطۀ همزیستی با قارچ‌های میکوریز آربوسکولار داشتند. درصد کلونیزاسیون در گیاهان همیشه‌بهار، پونه، کاسنی، تخم‌شربتی و کرچک 100 درصد و در خرفه، گالوک و بابونه به‌ترتیب 98، 95 و 88 درصد تعیین شد؛ میانگین تعداد اسپور در 10 گرم خاک نیز به‌ترتیب 18، 62، 16، 34، 3، 15، 25 و 7 برآورد شد و بر اساس تحلیل‌های آماری مشخص شد در بیشتر گیاهان، رابطۀ مستقیمی بین تعداد اسپور و درصد کلونیزاسیون میکوریزایی وجود دارد؛ سپس اسپورهای موجود و همچنین اسپور غالب در خاک هر گیاه شناسایی شد.
بحث و نتیجه‏گیری: زیادبودن تعداد اسپور در 10 گرم خاک و درصد درخور توجه کلونیزاسیون میکوریزایی در منطقۀ مطالعه‌شده نشان می‌دهد چنین اقلیم‌هایی ذخیره‌گاه طبیعی ارزشمندی برای گونه‌های گیاهی، جانوری و ریزموجودات به شمار می‌آیند.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

The Symbiosis Study of Arbuscular Mycorrhizal Fungi with some Annual Herbaceous Plants and the Morphological Identification of Dominant Species of these Fungi in Kerman Province

نویسندگان [English]

  • Narges Hatami 1
  • Eidi Bazgir 2
  • ebrahim sedaghati 3
  • Mostafa Darvishnia 4
1 Department of Plant Protection, Faculty of Agriculture, Lorestan University, Khorramabad , Iran
2 Department of Plant Protection, Faculty of Agriculture, Lorestan University, Khorramabad , Iran.
3 department of plant protection, faculty of agriculture, Vali-e- Asr university of rafsanjan، Iran
4 Department of Plant Protection. Faculty of Agriculture, Lorestan University, Khorramabad , Iran
چکیده [English]

Abstract
Introduction: Among the mycorrhizal fungi, arbuscular mycorrhizal fungi are the most common symbiotic species with plants. Root colonization by these fungi increases plant resistance to biotic and abiotic stresses, enhances growth through increasing elements uptake, improves the water connection of plants, and protects plants against diseases.
Materials and methods: In this study, eight plants were selected from Joupar and Mahan regions of Kerman province and were sampled from 0 to 30 cm depth of rhizosphere of each plant, which included thin soils and roots, to calculate the frequency of arbuscular mycorrhizal fungi in the soil, identify spores, and determine the percentage of root colonization. For staining the roots, Philips and Hayman’s method was used and root colonization percentage was determined. Spore density in soil samples was obtained after the extraction of spores from 10 grams of the soil sample by the wet sieve method and existing spores and also dominant spores in the soil of each plant were determined and then the data were statistically analyzed.
Results: All the examined root samples showed a symbiotic relationship with arbuscular mycorrhizal fungi. The percentage of colonization in evergreen, oregano, chicory, safflower and castor plants was 100% and in purslane, gall and chamomile were 98%, 95%, and 88%, respectively. The average number of spores per 10 grams soil was 18, 62, 16, 34, 3, 15, 25, and 7 respectively. Based on statistical analysis, it was found that there is a direct relationship between the number of spores and the percentage of mycorrhizal colonization in most plants. Then, the available spores as well as the dominant spores in the soil of each plant were identified.
Discussion and conclusion: High spores per 10 grams of soil and the high percentage of mycorrhizal colonization in the study area indicated that such climates are the valuable natural repository for plant species, animals, and microorganisms.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Key words: Spore
  • Soil
  • Rhizosphere
  • Colonization
  • Mycorrhizae

مقدمه.

گیاهان دارویی در زمینۀ حفظ اکوسیستم‌ها، توسعۀ اقتصادی، امنیت غذایی، ذخایر ژنتیکی و خودکفایی دارویی اهمیت فراوانی دارند. ویژگی‌های دارویی این گیاهان عمدتاً از وجود متابولیت‌های ثانویه‌ای ناشی می‌شود که در محیط رشد طبیعی و در شرایط خاصی از تنش ازجمله رقابت با گونه‌های هم‌جوار به غلظت آنها افزوده می‌شود؛ چنین شرایطی جز در محیط طبیعی (نه زراعی) حاصل نمی‌شود (1). کشت زراعی گیاهان دارویی به دلایل مختلف ازجمله سرعت رشد کم، نیازهای محیطی خاص، سرعت جوانه‌زنی کم، خواب بذر و حساسیت به برخی آفت‌ها و بیماری‌ها چندان ساده و گاهی امکان‌پذیر نیست (2 و 3).

پژوهش‌ها نشان داده‌اند در اکوسیستم‌های طبیعی، 90 درصد ریشۀ گیاهان با قارچ‌های میکوریز همزیستی دارند (4)؛ در این همزیستی، قارچ در راستای جذب و انتقال عناصر غذایی به گیاه میزبان فعالیت می‌کند و قارچ همزیست ترکیبات کربنۀ حاصل از فتوسنتز گیاه میزبان را دریافت می‌کند (5). باتوجه‌به اینکه بیشتر قارچ‌های میکوریز میزبان اختصاصی ندارند، جمعیت زیادی از گیاهان با این قارچ‌ها رابطۀ همزیستی برقرار می‌کنند (6-8). در سال 1885، فرانک که در پی بررسی راهکارهایی برای کشت قارچ‌های خوراکی در منطقۀ جنگلی پروسیا (Prussia) بود، ساختمان حاصل از فعالیت مشترک ریشۀ گیاه میزبان و قارچ‌های میکوریز همزیست را شناسایی کرد و اصطلاح میکوریز (Mycorrhizae) رابرای این قارچ‌ها به کار برد که از دو بخش یونانی «Mikes» به معنای قارچ و «Rhiza» به معنای ریشه تشکیل شده است (9). تقریباً 240 گونه از قارچ‌های میکوریز آربوسکولار (AMF) با استفاده از ریخت‌شناسی اسپورهایشان شناسایی شده‌اند و در صورت وجودنداشتن اسپور، وجود اندام‌های قارچی درون‌ریشه‌ای مانند آربوسکول و وزیکول و نیز ویژگی‌های ساختمانی آنها بهترین ابزار شناسایی به شمار می‌آیند (10). همزیستی با قارچ‌های میکوریز آثار سوء ناشی از فقر عناصر غذایی و تنش‌های خشکی و شوری را کاهش و برگشت‌پذیری پس‌از تنش گیاه را افزایش می‌دهد (11 و 12). نتایج بررسی رای[1] و همکاران (2011) نشان دادند همزیستی با قارچ‌های میکوریز علاوه‌بر افزایش شاخص‌های رشد، مراحل نمو گیاه را تسریع می‌کند (13)؛ همچنین همزیستی میکوریزی با گیاهان موجب افزایش سرعت توالی در طبیعت می‌شود و ابزار مفیدی برای احیای اکوسیستم‌های نیمه‌خشک و مناطقی است که خاک سطحی و پوشش گیاهی آنها تخریب شده است (14)؛ همچنین قارچ‌های میکوریز آربوسکولار سبب افزایش بیوسنتز متابولیت‌های ثانویه در گیاهان می‌شوند (15). هماشنگپاگام[2] و سلوارچ[3] (2011) اثر قارچ‌های میکوریز آربوسکولار روی رشد، تغذیه و محتوای متابولیت‌های ثانویۀ گیاهچۀ گیاه دارویی Solanum viarum را بررسی کردند (16). زوبک[4] و همکاران (2013) فراوانی و تنوع این گروه قارچی را در پنج کولتیوار گیاه دارویی بررسی و تأثیر سه‌سالۀ تک سویه‌های میکوریزی و گونه‌های غیرمیکوریزی گیاهان دارویی را مطالعه کردند (17).

تاکنون گونه‌های مختلف قارچ‌های میکوریز آبوسکولار از مناطق مختلف ایران گزارش شده‌اند. نخستین‌بار مهرآوران[5] و میناسیان[6] (1984) تعداد ده گونه ازجمله گونه‌های Rhizophagus fasciculatusو Gigaspora margarita را از باغ‌های مرکبات شمال و جنوب کشور جداسازی کردند (18). صدروی[7] (1999) قارچ‌های میکوریز آربوسکولار همزیست ریشۀ گندم، جو، ذرت و سورگوم را مطالعه و 29 گونه را جداسازی و شناسایی کرد (19). صداقتی[8] (2005) تعداد 12 گونه قارچ میکوریز آربوسکولار ازجمله R. fasciculatus، Funneliformis coronatus، Septoglomus deserticola، F. geosporus، Glomus macrocarpum، G. aggregatum، F. mosseae، R. intraradices، G. sinuosum، G. rubiformis، G. coremioides و G. liquidambaris را با استفاده از روش‌های ریخت‌شناختی و مورفومتریکی از باغ‌های انگور در استان‌های خراسان و قزوین گزارش کرد (20). زنگنه و همکاران (2004) پنج گونه را بر اساس ویژگی‌های ریخت‌شناختی از ریزوسفر مرکبات ایران گزارش کردند (21). الیاس[9] (2013) قارچ‌های میکوریز را در برخی گیاهان دارویی همدان بررسی و درصد کلونیزاسیون ریشه‌ها را مطالعه کرد (22). در پژوهشی که مقدسیان[10] و همکاران (2016) روی گیاه دارویی همیشه‌بهار انجام دادند، نقش قارچ‌های میکوریز در تحمل به خشکی این گیاه بررسی شد و نتایج نشان دادند مایه‌زنی گیاه با قارچ‌های میکوریز سبب افزایش معنا‌دار عملکرد آن نسبت به گیاهان تلقیح‌نشده می‌شود (23).

هدف پژوهش حاضر، بررسی میزان همزیستی قارچ‌های میکوریز آربوسکولار با تعدادی از گیاهان دارویی در دو منطقه از استان کرمان و شناسایی گونه‌های غالب این قارچ‌ها بود تا بتواند راهگشایی برای گسترش بیشتر و استفاده‌های آتی از آنها در تولید گیاهان دارویی باشد و زمینۀ مطالعه‌های بعدی دربارۀ تاثیر این قارچ‌ها بر متابولیت‌های گیاهان یادشده را فراهم کند.

 

مواد و روش‌ها.

در مطالعۀ حاضر، هشت گیاه دارویی علفی یک‌ساله با فراوانی زیاد از مناطق جوپار و ماهان استان کرمان انتخاب شدند (جدول 1). نمونه‌برداری از عمق صفر تا 30 سانتی‌متری ناحیۀ ریزوسفر هر گیاه شامل خاک و ریشه‌های نازک و مویین در فصل بهار انجام شد و به‌منظور اثبات رابطۀ همزیستی قارچ‌های میکوریز آربوسکولار با گیاهان دارویی، رنگ‌آمیزی ریشه‌ها و جداسازی اسپور از خاک انجام شد.

 

 

جدول 1- نام علمی و ویژگی‌های جغرافیایی محل جمع‌آوری گیاهان مطالعه‌شده

عرض جغرافیایی

طول جغرافیایی

ارتفاع

محل جمع‌آوری

نام علمی

نام فارسی

3332385

506055

1819

جوپار

Calendula officinalis

همیشه‌بهار

3332385

506055

1819

جوپار

Cichorium intybus

کاسنی

3322145

527679

1901

ماهان

Salvia hispanica

تخم‌شربتی

3332385

506055

1819

جوپار

Portulaca oleracea

خرفه

3322145

527679

1901

ماهان

Anthemis tinctoria

بابونه

3322145

527679

1901

ماهان

Scorzonera paradoxa

گالوک

3322145

527679

1901

ماهان

Mentha longifolia

پونه

3332385

506055

1819

جوپار

Ricinus communis

کرچک


جداسازی اسپورها از خاک و ریشه: به‌منظور تعیین تراکم اسپورهای موجود در هر 10 گرم خاک، ابتدا 10 گرم خاک (در سه تکرار) با ترازوی آزمایشگاه وزن شد و سپس اسپورهای قارچ‌های میکوریز آربوسکولار به ‌روش الک مرطوب و سانتریفیوژ به‌مدت 1 دقیقه با سرعت 1000 دور در ثانیه در محلول شکر از خاک جداسازی و به کاغذ صافی مدرج منتقل شدند و شمارش اسپورها زیر استریومیکروسکوپ انجام شد (24). به‌منظور شناسایی اسپورها، اسپورهای قارچ‌های میکوریز با استفاده از لوپ بسیار کوچک یا سمپلر از سوسپانسیون خاک که به روش پیش آماده شده بود، برداشته و به‌منظور شستن اسپورها، درون شیشه ساعت حاوی چند قطره آب مقطر استریل قرار گرفتند. به‌منظور بررسی‌های ظاهری اولیه و تعیین رنگ اسپورها در آب، مطالعه‌های ریخت‌شناختی اولیه زیر استریومیکروسکوپ انجام شدند و سپس، اسپورها با سوزن برداشته و به قطره‌های (polyvinyl alcohol-lactic acid-glycerol/PVLG) همراه با معرف ملزر (melzer'sreagent) روی اسلاید میکروسکوپی منتقل و زیر میکروسکوپ نوری فاز کنتراست مجهز به سیستم نومارسکی (Nikon-ECLIPSE-80i) مشاهده و بررسی شدند؛ به این منظور از مخلوط حجمی PVLG و معرف ملزر به نسبت 1:1 استفاده شد. به‌منظور تهیۀ PVLG، مقدار 7/1 گرم پلی‌وینیل‌الکل در10 میلی‌لیتر آب مقطر ریخته و به‌مدت 3 تا 6 ساعت در حمام آب گرم با دمای 70 تا 80 درجۀ سانتی‌گراد قرار داده شد تا محلول همگن ایجاد شود و سپس 10 میلی‌لیتر لاکتیک‌اسید و 10 میلی‌لیتر گلیسرول به آن افزوده شد. به‌منظور تهیۀ معرف ملزر نیز 100 گرم کلرال‌هیدرات، 5/1 گرم ید، 5 گرم یدید‌پتاسیم و 100 میلی‌لیتر آب مقطر باهم مخلوط شدند.

رنگ‌آمیزی ریشه‌ها: رنگ‌آمیزی ریشه‌ها به روش فیلیپس[11] و هایمن[12] (1970) انجام شد (25). به‌منظور تهیۀ اسلاید دائمی، ریشه‌های رنگ‌بری‌شده همراه با یک قطره لاکتوگلیسرول روی لام میکروسکوپی منتقل شدند و در هر اسلاید، 20 قطعۀ یک سانتی‌متری ریشه قرار داده شد. بررسی کلونیزاسیون بخش‌های مختلف ریشه ابتدا با استریومیکروسکوپ (نیکون مدل SMZ1000) با بزرگ‌نمایی 125 برابر و سپس زیر میکروسکوپ نوری کالیبره و مجهز به میکرومتر مدرج انجام شد. کلونیزاسیون آربوسکولی، وزیکولی، ریسه‌ای، کلونیزاسیون کل و تعداد اسپور در واحد طول ریشه و 10 گرم خاک تعیین شد.

شناسایی ریخت‌شناختی قارچ‌های میکوریز آربوسکولار:تاکسونومی قارچ‌های میکوریز آربوسکولار به‌طور کلاسیک بر اساس ریخت‌شناسی اسپورها پایه‌ریزی شده است. جنس‌ها و خانواده‌ها عمدتاً بر اساس شیوۀ اتصال ریسه به اسپور و همچنین شیوۀ تشکیل اسپور تشخیص داده می‌شوند؛ در‌حالی‌که ریزساختارهای دیوارۀ اسپور ازجمله رنگ لایه‌های دیواره، تعداد و ضخامت لایه‌های دیواره و وجودداشتن یا نداشتن لایه‌های قابل‌ارتجاع تندشی نقش مهمی در تشخیص گونه‌ها دارند. به ‌این منظور از کلیدهای شناسایی قارچ‌های میکوریز آبوسکولار، سایت‌های اینترنتی معتبر و بین‌المللی http://fungi.invam، http://www.zor.zut.edu.pl/ و مقاله‌های کلیدی استفاده شد (26 و 27).

تجزیه‌وتحلیل داده‌ها:تجزیه‌وتحلیل آماری داده‌ها به‌منظور مقایسۀ تعداد اسپور خاک و درصد کلونیزاسیون ریشه بین نمونه‌های مختلف مطالعه‌شده با نرم‌افزار SPSS و به روش One-way ANNOVA انجام شد.


نتایج

رنگ‌آمیزی ریشه: نتایج رنگ‌آمیزی ریشه‌ها به‌منظور تعیین کلونیزاسیون نشان دادند تمام گونه‌های گیاهی بررسی‌شده رابطۀ همزیستی با قارچ‌های میکوریز آربوسکولار دارند (شکل 1).

 

 

 

شکل 1- تصویر میکروسکوپی قطعه‌های ریشۀ رنگ‌آمیزی‌شده به‌منظور تشخیص کلونیزاسیون گیاهان مطالعه‌شده؛ A. کرچک، B. همیشه بهار، C. کاسنی، D. بابونه، E. گالوک، F. خرفه، G. تخم شربتی، H. پونه؛ Ar. آربوسکول، Ve. وزیکول، Hy. هیف (ریسه(

 


بررسی کلونیزاسیون میسلیومی ریشه‌: نتایج نشان دادند درصدکلونیزاسیون میسلیومی ریشه‌ بین گیاهان گالوک، پونه، تخم‌شربتی، خرفه، کاسنی و همیشه‌بهار تفاوتی ندارد (شکل 2)؛ علاوه‌بر‌این، میزان کلونیزاسیون در ریشۀ گیاه بابونه کاهش یافت و گیاه کرچک کمترین مقدار درصد کلونیزاسیون میسلیومی را در ریشه داشت (P<0.001).

 

 

 

شکل 2- نمودار بررسی معنا‌داری تفاوت درصد حضور ریسه در ریشۀ گیاهان بررسی‌شده. ستون‌های دارای حرف‌های مشترک، تفاوت معناداری ازنظر آماری ندارند. نتایج به‌شکل میانگین ± انحراف معیار نشان داده شده‌اند (P<0.001).


درصد کلونیزاسیون آربوسکولی ریشه‌: نتایج نشان دادند اختلاف معناداری در درصد کلونیزاسیون آربوسکولی بین گیاهان کاسنی، همیشه‌بهار، گالوک، تخم‌شربتی و خرفه وجود ندارد، ولی اختلاف معنا‌داری بین گیاهان بابونه و پونه نسبت به دیگر گیاهان مشاهده شد و کمترین درصد کلونیزاسیون آربوسکولی را داشتند (P<0.001) (شکل 3).


 

 

شکل 3- نمودار بررسی معنا‌داری تفاوت درصد حضور آربوسکول در ریشۀ گیاهان بررسی‌شده. ستون‌های دارای حرف‌های مشترک، تفاوت معناداری ازنظر آماری ندارند. نتایج به‌شکل میانگین ± انحراف معیار نشان داده شده‌اند (P<0.001).

 


درصد کلونیزاسیون وزیکولی ریشه‌: نتایج نشان دادند گیاهان کاسنی، تخم‌شربتی و خرفه ازنظر درصد کلونیزاسیون وزیکولی ریشه اختلاف معنا‌داری با یکدیگر ندارند، ولی اختلاف معناداری بین بابونه و گالوک نسبت به سایر گیاهان مشاهده شد. در گیاهان بررسی‌شده، کاسنی، تخم‌شربتی و خرفه کمترین درصد کلونیزاسیون وزیکولی را داشتند (P<0.001) (شکل 4).

 

 

 

شکل 4- نمودار درصد کلونیزاسیون وزیکولی ریشه در گیاهان بررسی‌شده. ستون‌های دارای حرف‌های مشترک، تفاوت معناداری ازنظر آماری ندارند. نتایج به‌شکل میانگین ± انحراف معیار نشان داده شده‌اند (P<0.001).


درصد تشکیل اسپور در واحد طول ریشۀ گیاهان: بر اساس نتایج (شکل 5) مشخص شد درصد کلونیزاسیون وزیکولی در گیاه کاسنی نسبت به سایر گیاهان ازنظر آماری بیشتر است؛ از سوی دیگر، کمترین درصد کلونیزاسیون وزیکولی در گیاهان کرچک و بابونه مشاهده شد (P<0.001).

 

 

 

شکل 5- نمودار بررسی معنا‌داری تفاوت درصد تشکیل اسپور در واحد طول ریشۀ گیاهان بررسی‌شده. ستون‌های دارای حرف‌های مشترک، تفاوت معناداری ازنظر آماری ندارند. نتایج به‌شکل میانگین ± انحراف معیار نشان داده شده‌اند (P<0.001).

 


درصد کلونیزاسیون کل ریشه در گیاه:نتایج نشان دادند درصد کلونیزاسیون کل ریشه در گیاهان همیشه‌بهار، کاسنی، پونه، کرچک، تخم‌شربتی و خرفه اختلاف معنا‌داری ندارد و این گیاهان بیشترین میزان کلونیزاسیون ریشه را دارند. در گیاهان بررسی‌شده، کمترین درصد کلونیزاسیون کل ریشه در گیاهان بابونه و گالوک مشاهده شد (P<0.001) (شکل 6).

 

 

شکل 6- نمودار بررسی معنا‌داری تفاوت درصد کلونیزاسیون کل ریشۀ گیاهان بررسی‌شده. ستون‌های دارای حرف‌های مشترک، تفاوت معناداری ازنظر آماری ندارند. نتایج به‌شکل میانگین ± انحراف معیار نشان داده شده‌اند (P<0.001).


تعداد اسپور در گرم خاک گیاهان: نتایج تعداد اسپور در گرم خاک (شکل 7) نشان دادند اختلاف معنا‌داری بین گیاهان کاسنی، خرفه و همیشه‌بهار ازنظر تعداد اسپور وجود ندارد. در گیاهان بررسی‌شده، گیاه پونه دارای بیشترین و گیاه کرچک دارای کمترین تعداد اسپور در گرم خاک بودند (P<0.001).

 

 

 

شکل 7- نمودار بررسی معنا‌داری تفاوت تعداد اسپور در گرم خاک گیاهان بررسی‌شده. ستون‌های دارای حرف‌های مشترک، تفاوت معناداری ازنظر آماری ندارند. نتایج به‌شکل میانگین ± انحراف معیار نشان داده شده‌اند (P<0.001).

 


رابطۀ درصد کلونیزاسیون ریشه با تعداد اسپور در 10 گرم خاک: در پژوهش حاضر، ارتباط بین درصد کلونیزاسیون ریشه و تعداد اسپور در 10 گرم خاک برای هریک از گیاهان مطالعه‌شده به‌شکل جداگانه ارزیابی و بررسی شد (شکل 8). بر اساس نتایج، در تمام گیاهان بررسی‌شده همبستگی مثبتی بین تعداد اسپور موجود در 10 گرم خاک و درصدکلونیزاسیون ریشه وجود دارد.

 

 

 

شکل 8- نمودار بررسی معنا‌داری تفاوت درصد کلونیزاسیون ریشه با تعداد اسپور در گرم خاک قارچ‌های میکوریز آربوسکولار در 10 گرم خاک گیاهان بررسی‌شده. نتایج به‌شکل میانگین ± انحراف معیار نشان داده شده‌اند (P<0.001).


شناسایی گونۀ قارچ میکوریز آربوسکولار موجود در خاک هر گیاه: پس‌از شمارش و محاسبۀ تعداد اسپورهای موجود در خاک ریزوسفر هر گیاه، اسلاید دائمی از اسپورها تهیه و سپس شناسایی بر اساس ویژگی‌های ریخت‌شناختی انجام شد (جدول 2).

 

جدول 2-گونه‌های قارچ میکوریز آربوسکولار شناسایی‌شده در خاک هر گیاه

گیاه میزبان

گونه‌های شناسایی‌شده

همیشه‌بهار

Claroideoglomus etunicatum

C. claroideum

F. mosseae

F. geosporum

Rhizoglomus clarum

کاسنی

Septoglomus constrictum

F. mosseae

تخم‌شربتی

Se. constrictum

C. etunicatum

F. mosseae

خرفه

F. mosseae

Viscospora viscos

بابونه

C. etunicatum

Se. constrictum

Se. deserticola

F. mosseae

F. caledonium

R. clarum

V. viscosa

گالوک

C. etunicatum

Diversispora spurca

Se. constrictum

R. clarum

پونه

S. constrictum

F. mosseae

C. etunicatum

F. caledonium

C. claroideum

Se. africanum

R. irregularis

کرچک

Se. constrictum

Se. turnauae

Se. africanum

C. etunicatum

D. eburnea

 

شناسایی گونۀ غالب قارچ میکوریز آربوسکولار موجود در خاک هر گیاه: پس‌از شناسایی گونه‌های میکوریز آربوسکولار موجود در ناحیۀ ریزوسفر هر گیاه، گونۀ غالب بررسی و شناسایی شد. بر این اساس، Claroideoglomus etunicatumگونۀ غالب همیشه‌بهار، کاسنی و پونه؛ Funneliformis mosseae گونۀ غالب خرفه و تخم‌شربتی و Septoglomus constrictum گونۀ غالب بابونه، کرچک و گالوک شناسایی شدند (شکل 9).

ویژگی‌های ریخت‌شناسی گونه‌های غالب: Claroideoglomus etunicatumدارای اسپور منفرد، زرد تا نارنجی‌رنگ، کروی و به ضخامت 125 تا 160 میکرومتر است. دیوارۀ اسپور دولایه‌ای و به ضخامت 8 تا 13 میکرومتر است: لایۀ اول (L1) موسیلاژی و صورتی مایل به قرمز و لایۀ دوم (L2) ورقه‌ای با زیرلایه‌های به‌هم‌چسبیده و زردرنگ است (شکل 9).

Funneliformis mosseaeدارای اسپور منفرد، کروی، زرد مایل به قهوه‌ای و به قطر 195 تا 205 میکرومتر است که در هنگام بلوغ تیره می‌شود. دیوارۀ اسپور از سه لایه تشکیل شده است: لایۀ اول (L1) ناپایدار و موسیلاژی، لایۀ دوم (L2) نیمه‌ارتجاعی و قهوه‌ای مایل به قرمز و لایۀ سوم (L3) ورقه‌ای و زرد مایل به قهوه‌ای است. رشد لایۀ سوم به درون هیف متصل به اسپور ادامه می‌یابد و باعث بسته‌شدن روزنه (SE) می‌شود. هیف استوانه‌ای تا قیفی است و دیوارۀ آن از دولایه تشکیل شده است (شکل 9).

Septoglomus constrictum دارایاسپور منفرد، قرمز تا قهوه‌ای تیره، کروی و به قطر 153 تا 182 میکرومتر است. لایۀ اول دیواره (L1) شفاف و ناپایدار و لایۀ دوم آن (L2) ورقه‌ای و قرمز مایل به قهوه‌ای است. هیف متصل به اسپور، زرد مایل به قهوه‌ای، مستقیم یا خمیده و در محل اتصال، باریک شده است (شکل 9). روزنه ابتدا نازک و سپس با افزایش سن، ضخیم و با یکی از لایه‌های داخلی لایۀ دوم بسته (SE) می‌شود.

 

 

 

شکل 9- تصویر میکروسکوپی گونه‌های غالب میکوریز آربوسکولار شناسایی‌شده از ناحیۀ ریزوسفر گیاهان مطالعه‌شده؛ A، BوD.Claroideoglomus etunicatum،CوF.Funneliformis mosseae، GوH.Septoglomus constrictum،I، JوK.لایه‌های دیواره اسپور، L1، L2 و L3. شیوۀ انسداد روزنۀ هیف اتصال، SE. شکل اتصال هیف اسپور به‌ترتیب در گونه‌هایClaroideoglomus etunicatum،Funneliformis mosseaeوSeptoglomus constrictum

 


بحث

حدود 90 درصد گیاهان آوندی به‌طور طبیعی با قارچ‌های میکوریز آربوسکولار رابطۀ همزیستی مفید دارند (28). در پژوهش حاضر، مشاهدۀ اندام‌های قارچی میکوریز آربوسکولار )آربوسکول، وزیکول، ریسه و اسپور( در ریشه‌های رنگ‌آمیزی‌شده و همچنین وجود اسپورهای این گروه قارچی در ناحیۀ ریزوسفر گیاهان دارویی مطالعه‌شده، همزیستی میکوریزی را نشان داد. پژوهشگران مختلف تأثیر تغییرات فصلی بر میزان جمعیت اسپور قارچ‌های میکوریز آربوسکولار در ریزوسفر گیاهان را بررسی کرده‌اند. در اغلب این پژوهش‌ها، معمولاً بیشترین تعداد اسپور در اواسط یا اواخر فصل رشد مشاهده شده است؛ به عبارت دیگر، چنانچه نمونه‌برداری در اواخر زمستان و اوایل بهار انجام شود، امکان دستیابی به تعداد اسپور فراوان با تنوع زیاد در خاک و وجود ریسه‌های خارج‌ریشه‌ای زیادتر، بیشتر است (29 و 30)؛ بر همین اساس، نمونه‌برداری پژوهش حاضر در اوایل فصل بهار انجام شد.

در پژوهش حاضر، سه گونۀ‌ C. etunicatum، F.mosseae و S. constrictum گونه‌های غالب میکوریزای همزیست با گیاهان مطالعه‌شده شناسایی شدند. تفاوت اسپورهای C. etunicatumبا گونه‌های دیگر این جنسدر ساختار دیواره است که گونۀ C. etunicatum دارای دیوارۀ اسپور دولایه‌ای است (31)؛ این گونه در ایران از مرکبات، سویا، زیتون، غلات، آفتابگردان و مزارع نیشکر گزارش شده است (32). ابعاد، رنگ اسپورها، شکل ریسه در محل اتصال و عرض گونۀ F.mosseae با توصیف‌های گردمان[xiii] و نیکلسون[xiv] (1963) مطابقت دارد (33). نزدیک‌ترین گونه به F.mosseae، گونۀ F. coronatus است، ولی دیوارۀ اسپور F. coronatus  دولایه‌ای است. صداقتی این گونه را از پسته و همچنین از مرکبات، سویا، آفتابگردان، یونجه، زیتون، نیشکر و غلات گزارش کرده است (34). گونۀ S. constrictum به‌علت رنگ متمایزکنندۀ آن و همچنین باریک‌شدن هیف در محل‌ اتصال به اسپور به‌آسانی از سایر گونه‌ها شناخته می‌شود؛ این گونه در ایران از مرکبات، گیلاس، کنجد، زیتون و مزارع غلات شناسایی و گزارش شده است (34).

باتوجه‌به شرایط محیطی و اقلیم معتدل و کوهپایه‌ای مناطق جوپار و ماهان، گونه‌های یادشده برای همزیستی با گیاهان این مناطق نسبت به سایر گونه‌های قارچ میکوریز آربوسکولار مناسب‌ترند. نوع گونه‌های میکوریزی و جمعیت آنها در خاک با عوامل متعددی ازجمله فعالیت میکروبی خاک، درجه‌حرارت، عملیات خاکی انجام‌شده، نور و حاصلخیزی خاک ارتباط دارد؛ از سوی دیگر، اختصاصیت میزبانی بین اعضای قارچ‌های میکوریز آربوسکولار با گیاهان مبزبان وجود ندارد، ولی ترجیح میزبانی یا رابطۀ ترجیحی بین گونه‌های خاص قارچ‌ها با میزبان‌های گیاهی مشخصی اثبات شده است (28 و 32). حاجیان شهری[xv] و عباسی[xvi] (2005) در بررسی تغییرات جمعیت قارچ‌های میکوریز آربوسکولار در جنگل‌های طبیعی پسته در استان خراسان نشان دادند متوسط تعداد اسپورها در هر گرم خاک برابر 10 تا 12 است (35). در پژوهش حاضر، متوسط تعداد اسپور در هر 10 گرم خاک برابر 6 و 39 بود. گیاهان بررسی‌شده در زیستگاه‌های طبیعی اغلب ریشه‌های سطحی‌تری نسبت به گیاهان درختی دارند؛ بنابراین، متفاوت‌بودن تعداد اسپور در گرم خاک محتمل است. در خاک‎های کشاورزی معمولاً تعداد اسپور بیشتر، اما تنوع کمتر است که این امر احتمالاً به‌علت خاک‌ورزی و عملیات کشاورزی در خاک و کشت گونه‌های گیاهی مختلف با قابلیت متفاوت میزبانی قارچ‌های میکوریز است.

پژوهشگران بسیاری همبستگی بین جمعیت اسپور میکوریزی و میزان کلونیزاسیون ریشه را گزارش کرده‌اند (36 و 37). بررسی‌های اخیر نشان می‌دهند حضور و جمعیت اسپورهای قارچ میکوریز آربوسکولار ارتباط مستقیمی با توانایی کلونیزاسیون ریشه‌های گیاهان ندارد (38). در پژوهش حاضر، نتایج درصد کلونیزاسیون ریشه و تعداد اسپور در هر گرم خاک ثابت کرد اگرچه مقادیر کاملاً متفاوتی از اسپور در خاک گیاهان مطالعه‌شده مشاهده می‌شود، این گیاهان توانایی 100 درصدی در کلونیزاسیون ریشه نشان می‌دهند. گیاه کرچک با کمترین میزان اسپور خاک (3 اسپور در هر 10 گرم خاک) و کلونیزاسیون 100 درصدی دارای بیشترین قدرت کلونیزاسیون بود؛ در حالی‌که گیاه بابونه باوجود 25 عدد اسپور در هر 10 گرم خاک قادر به کلونیزاسیون 100 درصدی ریشه نبود (شکل 8). نتایج بررسی مافازیا[xvii] و همکاران (2015) نشان دادند گیاهان خانوادۀ Asteraceae درصدهای کلونیزاسیون متفاوتی در خاک‌های مختلف دارند که این مطلب بیان می‌کند نوع و ویژگی‌های خاک تا حد زیادی بر درصد کلونیزاسیون ریشه مؤثر است؛ همچنین مشخص شده است اسپور تنها یک بار منبع اینوکولوم میکوریزی است و سایر منابع مانند ریسه‌های قارچی داخل و خارج ریشه‌ای احتمالاً نقش مهم‌تری در محیط‌های طبیعی دارند (39).

در میان گونه‌های غالب شناسایی‌شده، گونۀ C. etunicatum که مترادف با G. etunicatumاست، گونۀ غالب در خاک ریزوسفر سه گونۀ گیاهی شناسایی شد که علاوه‌بر کلونیزاسیون صد درصدی ریشۀ این گیاهان، درصد اسپور خاک آنها نیز مقادیر درخور توجهی داشت. بررسی مطالعه‌های پیشین نشان می‌دهد جنس Glomus و جنس‌های جدا‌شده از آن مانند ClaroideoglomuRhizophagus و Funneloformis بیشترین مقدار و تراکم را در خاک‌های مختلف دارند. ازآنجاکه Glomus همزیست عمومی با بیشتر میزبان‌های گیاهی شناخته شده‌ است، پتانسیل کلونیزاسیون گستره‌ای از گیاهان مختلف را دارد؛ همچنین به‌علت مقاومت زیاد در برابر عوامل محیطی، در طیف وسیعی از زیستگاه‌ها حضور دارد (39).

نتایج مایه‌زنی دو خانوادۀ نعناعیان (Lamiaceae) و فرفیونیان (Euphorbiaceae) با قارچ‌های میکوریز آربوسکولار نشان داد هر دو خانواده میزبان‌های مناسبی برای این گروه قارچی‌اند و بهبود رشد و افزایش تجمع فسفر در آنها مشاهده می‌شود. طبق نتایج این پژوهش، گیاهان خانوادۀ نعناعیان نسبت به فرفیونیان میزبان‌های بهتری‌اند (33). نتایج پژوهش اخیر با نتایج بررسی حاضر مطابقت دارند و گیاهان تخم‌شربتی و پونه درصد کلونیزاسیون بیشتری نسبت به خرفه نشان می‌دهند. باتوجه‌به نتایج پژوهش‌های اخیر و شناسایی گونۀ غالب قارچ میکوریز آربوسکولار همزیست با این گیاهان می‌توان با خالص‌سازی و تکثیر این قارچ‌ها و استفاده از آنها در تولید کودهای زیستی، گام مؤثری در تولید و پرورش گیاهان دارویی برداشت (40).

در پژوهش دهار[xviii] و همکاران (2015)، میزان کلونیزاسیون قارچ‌های مایکوریز آربوسکولار همزیست با گیاهان خانوادۀ کاسنی، تعداد اسپور موجود در خاک، تنوع گونه‌های این گروه قارچی و ارتباط آنها با شرایط خاک منطقه بررسی شد. مقایسۀ نتایج پژوهش یادشده با بررسی حاضر نشان داد درصد کلونیزاسیون گیاهان خانوادۀ کاسنی در عربستان نسبت به ایران کمتر است، ولی تشابه‌های گونه‌ای بین دو کشور وجود دارد و این مقایسه می‌تواند تأثیر آب‌و‌هوا و شرایط محیطی بر میزان کلونیزاسیون را تأیید کند (41). در پژوهش القراوی[xix] (2012)، میزان کلونیزاسیون قارچ‌های میکوریز آربوسکولار در گیاهان مختلف بررسی شد. در گیاه همیشه‌بهار، میزان کلونیزاسیون نسبت به سایر گیاهان بررسی‌شده بیشتر بود و میزان کلونیزاسیون کل 97 درصد، کلونیزاسیون میسیلیومی 90 درصد، کلونیزاسیون وزیکولی 67 درصد و کلونیزاسیون آربوسکولی 63 درصد گزارش شد که با نتایج بررسی حاضر مطابقت دارد. در پژوهش انجام شده نیز گیاه همیشه‌بهار میزان کلونیزاسیون زیادی داشت و کلونیزاسیون کل، میسیلیومی و آربوسکولی 100 درصد برآورد شد که نشان می‌دهد گیاه همیشه‌بهار میزبان مناسبی برای قارچ‌های میکوریز آربوسکولار است (42(.

 

نتیجه‌گیری

درمجموع، عوامل تأثیرگذار بر همزیستی قارچ‌های میکوریز تا حد وسیعی، حتی در زیستگاه های مشابه، متفاوتند. شواهد به‌دست‌آمده در پژوهش حاضر نشان دادند در اکوسیستم‌های طبیعی و زیستگاه‌هایی با شرایط رویشی مشابه، قارچ‌های میکوریز رفتار متفاوتی ازنظر تنوع گونه، جمعیت اسپوری و درصد کلونیزاسیون ریشه نشان می‌دهند. نتایج پژوهش حاضر و پژوهش‌های مشابه نشان دادند کلونیزاسیون ریشه‌ها تحت‌تأثیر عوامل خاکی، محیطی و میزبان قرار دارد؛ بنابراین، تلاش بیشتر برای شفاف‌سازی و درک ارتباط بین عوامل خاکی و محیطی تأثیرگذار بر نقش این قارچ‌ها در رشد گیاهان ضروری به نظر می‌رسد.

باتوجه‌به اهمیت تولید گیاهان دارویی و استقبال روزافزون دنیا برای مصرف داروهای گیاهی و اینکه گیاهان دارویی پوشش بسیاری از مراتع را تشکیل می‌دهند، همزیستی با قارچ‌های میکوریز علاوه‌بر افزایش شاخص‌های رشدی، مراحل نمو گیاه را نیز تسریع می‌بخشد؛ بنابراین می‌توان از پژوهش‌های همزیستی میکوریز با گیاهان برای افزایش سرعت توالی در طبیعت و به‌شکل ابزاری مفید برای احیای اکوسیستم‌های نیمه‌خشک بهره برد. اداره‌های منابع طبیعی و جهاد کشاورزی نیز می‌توانند از نتایج پژوهش حاضر استفاده کنند و می‌توان با شناسایی میکوریزهای همزیست، اقدام به تجاری‌سازی و تولید انبوه قارچ‌های میکوریز کرد و از آنها برای بهره‌وری بهتر تولید گیاهان دارویی در مزارع استفاده کرد.

References

(1)              Uniyal RC., Uniyal MR., Jain P. Cultivation of medicinal plants in India. Dehli: TRAFFIC-India; 2000.

(2)              Hamilton A. Medicinal plants, conservation and livelihoods. Biodiversity and Conservation 2004; 13(8): 1477-1517.

(3)              Kerem Z., Lev-Yadun S., Gopher A., Weinberg P., Abbo S. Chickpea domestication in the Neolithic Levant through the nutritional perspective. Journal of Archaeological Science 2007; 34(8): 1289-1293.

(4)              Brundrett MC. Coevolution of roots and mycorrhizas of land plants. New Phytologist 2002;154(2): 275-304.

(5)              Harley JL., Smith SE. Mycorrhizal symbiosis. 3rd ed. Massachusetts: Academic Press; 2008.

(6)              Johnson C., Menge J., Schwab S., Ting I. Interaction of photoperiod and vesicular‐arbuscular mycorrhizae on growth and metabolism of sweet orange. New Phytologist 1982; 90(4): 665-669.

(7)              Leake J., Johnson D., Donnelly D., Muckle G., Boddy L., Read D. Networks of power and influence: the role of mycorrhizal mycelium in controlling plant communities and agroecosystem functioning. Canadian Journal of Botany 2004; 82(8): 1016-1045.

(8)              Lee EH., Eo JK., Ka KH., Eom AH. Diversity of arbuscular mycorrhizal fungi and their roles in ecosystems. Mycobiology 2013; 41(3): 121-125.

(9)              Frank A. Über die auf Würzelsymbiose beruhende Ehrnährung gewisser Bäum durch unterirdische Pilze Berichte der Deutschen. Botanischen Gesellschaft 1885; 3(3): 28-45.

(10)          Schenck NC., Perez Y. Manual for the identification of VA mycorrhizal fungi. 3rd ed. Florida: Synergistic Publications Gainesville; 1990.

(11)          Franken P. The plant strengthening root endophyte Piriformospora indica: potential application and the biology behind. Applied Microbiology and Biotechnology 2012; 96(6): 1455-1464.

(12)          Sasanelli N., Anton A., Takacs T., D’Addabbo T., Bíró I., Malov X. Influence of arbuscular mycorrhizal fungi on the nematicidal properties of leaf extracts of Thymus vulgaris L. Helminthologia 2009; 46(4): 230-240.

 

(13)          Rai M., Acharya D., Singh A., Varma A. Positive growth responses of the medicinal plants Spilanthes calva and Withania somnifera to inoculation by Piriformospora indica in a field trial. Mycorrhiza 2011;11(3): 123-128.

(14)          White JA., Tallaksen J., Charvat I. The effects of arbuscular mycorrhizal fungal inoculation at a roadside prairie restoration site. Mycologia 2008; 100(1): 6-11.

(15)          Zubek S., Mielcarek S., Turnau K. Hypericin and pseudohypericin concentrations of a valuable medicinal plant Hypericum perforatum L. are enhanced by arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza 2012; 22(2): 149-156.

(16)          Hemashenpagam N., Selvaraj T. Effect of arbuscular mycorrhizal (AM) fungus and plant growth promoting rhizomicroorganisms (PGPR's) on medicinal plant Solanum viarum seedlings. Journal of Environmental Biology 2011; 32(5): 579.

(17)          Zubek S., Błaszkowski J., Seidler-Łożykowska K., Bąba W., Mleczko P. Arbuscular mycorrhizal fungi abundance, species richness and composition under the monocultures of five medicinal plants. Acta Scientiarum Polonorum Hortorum Cultus 2013; 12: 127-141.

(18)          Mehravaran H., Minassian H. Study of mycorrhizal citrus in Iran. Proceedings of the 9th Iranian Congress of Medicinal Plants. University of Tehran, Tehran, Iran 1984; 91.

(19)          Sadrravi M. Identification of arbuscular mycorrhizal fungi of wheat, barley, maize and sorghum in Tehran and Khuzestan provinces [Dissertation]. Tehran: Tarbiat Modares University; 1999.

(20)          Sedaghati E. Isolation and identification of arbuscular mycorrhizal fungi in the Khorasan and Qazvin provinces [Dissertation]. Tehran: Tarbiat Modarres University; 2005.

(21)          Zangeneh S., Shirvani A., Alian Y. Introducing new species of arbuscular-mycorrhizal fungi from the Iranian citrus rhizosphere. Vegetables 2004; 6: 8-77.

(22)          Elias Y. Coexistence of arbuscular mycorrhizal fungi in some medicinal plants and vegetables of Hamadan [Dissertation]. Hamedan: University of Bu Ali Sina; 2013.

(23)          Moghadasan SH., Safipour Afshar A. The role of mycorrhiza in drought tolerance of Marigold (Calendula officinalis L.). Journal of Crop Ecophysiology 2016; 9(4): 121-125.

(24)          Gerdemann J., Nicolson TH. Spores of mycorrhizal Endogone species extracted from soil by wet sieving and decanting. Transactions of the British Mycological Society 1963; 46(2): 235-244.

(25)          Phillips JM., Hayman D. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Transactions of the British Mycological Society 1970, 55(1): 118-158.

(26)          Oehl F., Silva GA., Goto BT., Sieverding E. Glomeromycota: Three new genera and glomoid species reorganized. Mycotaxon 2011; 116(1): 75-120.

(27)          Schenck NC., Perez Y. Manual for the identification of VA mycorrhizal fungi .3rd ed. Florida: Synergistic Publications Gainesville; 1990.

(28)          Menge J., Steirle D., Bagyaraj D., Johnson E., Leonard R. Phosphorus concentrations in plants responsible for inhibition of mycorrhizal infection. New Phytologist 1978; 80(3): 575-578.

(29)          Giovannetti M. Seasonal variations of vesicular-arbuscular mycorrhizas and endogonaceous spores in a maritime sand dune. Transactions of the British Mycological Society 1985; 84(4): 679-684.

(30)          Sylvia DM. Spatial and temporal distribution of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi associated with Uniola paniculata in Florida foredunes. Mycologia 1986; 78(5): 728-734.

(31)          Stürmer SL., Morton JB. Developmental patterns defining morphological characters in spores of four species in Glomus. Mycologia 1997; 89(1): 72-81.

(32)          Ross J. Effect of nontreated field soil on sporulation of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi associated with soybean. Phytopathology 1980; 70(12): 1200-1205.

(33)          Gerdemann J., Nicolson TH. Spores of mycorrhizal Endogone species extracted from soil by wet sieving and decanting. Transactions of the British Mycological Society 1963; 46(2): 235-244.

(34)          Ershad J. Iranian Fungi. Tehran: Research Organization Publication; 2008.

(35)          Hajian Shahri M., Abbasi MV. Variation of spores vesicular– arbuscular mycorrhiza population in pistachio natural forest soil in north of Khorassan. Isfahan University of Technology 2005; 8(4): 77-86.

(36)          Stürmer S., Bellei M. Composition and seasonal variation of spore populations of arbuscular mycorrhizal fungi in dune soils on the island of Santa Catarina, Brazil. Canadian Journal of Botany 1994; 72(3): 359-363.

(37)          Trappe J. Three new Endogonaceae: Glomus constrictus, Sclerocystis clavispora, and Acaulospora scrobiculata [Fungi]. Mycotaxon 1977; 120-125.

(38)          Clapp J., Young J., Merryweather J., Fitter A. Diversity of fungal symbionts in arbuscular mycorrhizas from a natural community. New Phytologist 1995; 130(2):259-265.

(39)          Mafaziya F., Madawala S. Abundance, richness and root colonization of arbuscular mycorrhizal fungi in natural and semi-natural land use types at upper Hantana. Ceylon Journal of Science (Biological Sciences) 2015; 44(1): 25-34.

(40)          Sonivaldo RB., Rayane MS., Emerson LB., Odair A. Meta-analysis of Lamiaceaeand Euphorbiaceaemedicinal plants inoculated with arbuscular mycorrhizal fungi. Australian Journal of Crop Science 2019; 13(4): 588-598.

(41)          Dhar P., AL-Qarwi A., Mridha M. Arbuscular mycorrhizal fungal association in Asteraceae plants growing in the arid lands of Saudi Arabia. Journal of Arid Land 2015; 7(5): 676-686.

Al-Qarawi AA., Mridha MAU., Alghamdi OM. Diversity of structural colonization and spore population of arbuscular mycorrhizal fungi in some plants from Riyadh, Saudi Arabia. Journal of Pure and Applied Microbiology 2012; 6(3): 1119-1125.