اثرات تغذیه سطوح مختلف اسید استیک، پروبیوتیک، اکسی تتراسیکلین و نئومایسین بر جمعیت باکتریایی کلی فرم و لاکتوباسیل در شفیره زنبور عسل (Apismellifera L.)

نوع مقاله: پژوهشی- فارسی

نویسندگان

1 استادیار پژوهشی، مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی اصفهان، ایران

2 کارشناس ارشد علوم دامی، مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی اصفهان، ایران

چکیده

مقدمه: عوامل محیطی و همچنین جیره غذایی از جمله مهم‏ترین عوامل تأثیرگذار بر جمعیت میکروبی دستگاه گوارش است. سیستم‏های ضد میکروبی بسیاری به طور طبیعی در زنبوران عسل و غذای آن‏ها وجود دارد. هدف از این مطالعه، بررسی اثر تغذیه‏ای استفاده از استیک اسید‏‏، کنسانتره مخلوط پروبیوتیکی و آنتی بیوتیک‏های اکسی‏تتراسایکلین و نئومایسین بر تغییرات جمعیت باکتریایی کلیفرم و لاکتوباسیل در شفیره زنبورعسل است. ‏‏‏
مواد و روش‏‏ها: این آزمایش با 14 تیمار آزمایشی شامل سطوح مختلف اسید استیک 5 درصد (10، 20 و 30 گرم در لیتر)، پروبیوتیک پروتوکسین و آنتی بیوتیک‏های اکسی‏تتراسیکلین و نئومایسین 20 درصد با سطوح 1/0، 2/0 و 3/0 گرم در لیتر و شربت شکر 50 درصد و شربت عسل 50 درصد با 4 تکرار در قالب یک طرح کاملاً تصادفی به مدت20 روز انجام شد. پس از تغذیه گروه‏های آزمایشی، از هر تکرار یک گرم از نمونه شفیره‏های زنبوران کارگر 18 روزه داخل 9 سی سی محلول فیزیولوژی ریخته شد. پس از تهیه رقت‏های مختلف، از هر نمونه در محیط کشت مک کانکی آگار و ام آر اس آگار تلقیح شد. در پایان دوره انکوباسیون شمارش کلونی‏های کلی فرم و لاکتوباسیلوس انجام شد. ‏‏‏
نتایج: نتایج نشان داد که بیش‏ترین جمعیت باکتری‏های کلی فرم مربوط به تیمار شربت شکر (58/2 لگاریتم واحد تشکیل کلونی بر گرم) و کم‏ترین مقدار مربوط به تیمارهای 2/0 و 3/0 گرم نئومایسین، اکسی تتراسیکلین و پروبیوتیک و برابر صفربود (05/0>P value). همچنین، بیش‏ترین جمعیت لاکتوباسیل‏ها به تیمار 2/0 گرم پروبیوتیک (05/4 لگاریتم واحد تشکیل کلونی بر گرم) و کم‏ترین مقدار به تیمارهای 2/0 و 3/0 گرم نئومایسین و برابر صفر مربوط بود (05/0>P value). ‏‏‏
بحث و نتیجه‏ گیری: این پژوهش نشان داد که افزودن پروبیوتیک به شربت شکر مورد استفاده در تغذیه کلونی‏های زنبور عسل، سبب افزایش جمعیت لاکتوباسیلوس‏ها در بدن شفیره‏های زنبور عسل نسبت به گروه‏های شاهد خواهد شد. ‏‏‏

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Effects of feeding different levels of acetic acid, probiotic, Oxytetracycline and Neomycin on populations of Coliform and Lactobacillus in pupae of honey bee (ApismelliferaL)

نویسندگان [English]

  • Abbasali Gheisari 1
  • Mohammad Bejatian 2
1 Associate Professor of Poultry Nutrition, Isfahan Agricultural Research Center, Isfahan, Iran
2 M.Sc. of Animal Science, Isfahan Agricultural Research Center, Isfahan, Iran
چکیده [English]

Introduction:Environmental factors and diet are of the most important factors that affect the microbial population of the gastrointestinal tract and there are many antimicrobial systems in honey bees and their foods naturally. The purpose of this study was to investigate the effect of dietary acetic acid and concentrated mixture of probiotic and antibiotics of oxytetracycline and neomycin on population coliform bacteria and lactobacilli changes in honey bee pupae.
Materials and methods: The experimental treatments consisted of different levels of acetic acid 5 % (10, 20 and 30 g/l), protexin probiotic, Oxytetracycline 20 % and Neomycin 20 % antibiotics with levels of 0.1, 0.2 and 0.3 g/l and sugar syrup 50 % and honey syrup 50 % was performed in a completely randomized design with four replications for 20 days. After feeding the experimental groups, one gram of 18 day old worker bees' pupae samples of each colony was poured into 9 ml of physiological solution. After preparing different dilutions, each sample was inoculated on MRS agar and MacConkey agar medium. Lactobacillus and coliform colonies were counted after finishing incubation period.
Results: The results showed that the highest population of coliform bacteria treated with sugar syrup (2.58 log CFU/g) and the lowest in treatments 0.2 and 0.3 g Neomycin, Oxytetracycline, and probiotic that were equal to zero (P value <0.05). The highest population of Lactobacillus bacteria belonged to 0.2 g probiotic treatment (4.05 log CFU/g) and the lowest was for 0.2 and 0.3 g Neomycin treatment which was equal to zero (P value <0.05).
Discussion and conclusion: This study showed that the addition probiotic in sugar syrup for feeding larvae resulted in increasing population of Lactobacilli in the body of the bee pupae than the control groups.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Honey bee feeding
  • Pupae
  • Oxytetracycline
  • Probiotic
  • Acetic Acid
  • Coliform
  • Lactobacillus

مقدمه

توسعه اقتصادی نگهداری زنبورعسل به طور مستقیم به سلامت کلونی‏های زنبورعسل بر می‏گردد. تا کنون چندین بیماری باکتریایی مؤثر بر کندوهای زنبورعسل شناسایی شده‏اند که از آن جمله می‏توان به بیماری لوک آمریکائی[1] و لوک اروپایی[2] اشاره کرد. عوامل این 2 بیماری به ترتیب باکتری‏های پانی باسیلوس لاروا لاروا[3]و ملیسوکوکوس پلوتون[4] هستند (1). با وجود این تاکنون مطالعات کمی در مورد میکروفلورای موجود در کندوهای زنبورعسل انجام شده (2)، ولی مشخص شده است که تعداد باکتری‏های موجود در شان‏های نوزادان کمتر از باکتری‏های موجود در نمونه‏های زنبور بالغ (105- 101 در مقایسه با 108 - 103) هستند (3). تخم‏های تولیدی ملکه زنبور عسل، زنبورانی که در مرحله پیش شفیرگی یا شفیرگی هستند و یا زنبوران عسل کارگر تازه متولد شده معمولاً عاری یا دارای تعداد اندکی میکروارگانیسم در داخل اندام‏های داخلی هستند (4- 6). سیستم‏های ضد میکروبی بسیاری به طور طبیعی در زنبوران عسل و غذای آن‏ها وجود داشته (7 و 8) و بدون شک نقشی در حفظ این فضای کمابیش عاری از میکروب در نوزادان دارند. به هر حال بعضی از لاروها میکروارگانیسم‏هایی را از زنبوران بالغ، گرده گل، شان‏ها و یا در طی بلعیدن غذای آلوده دریافت می‏کنند (9). به طور کلی عوامل محیطی و تغذیه‏ای از جمله مهم‏ترین عوامل تأثیرگذار بر فلور میکروبی دستگاه گوارش زنبور عسل هستند (10). در این ارتباط از نخستین منابع تغذیه‏ایی که به عنوان افزودنی‏های غذایی مورد توجه قرار گرفتند آنتی بیوتیک‏ها و عوامل ضد باکتریایی بودند (11). این داروها در غلظت‏های پایین همراه با غذا به عنوان محرک رشد و در غلظت‏های درمانی نیز برای مبارزه با بیماری‏ها به کار می‏روند. البته مشخص شده که استفاده نامنظم و زیاد از آنتی‏بیوتیک‏ها در غذای حیوانات، با هدف پیشگیری از بروز بیماری می‏تواند به مقاومت در برابر آنتی بیوتیک منجر شود (11). در ارتباط با زنبور عسل نیز پژوهش‏های انجام شده نشان داده که تعداد زیادی از میکروب‏های مفید از جمله لاکتوباسیلوی‏ها شناخته شده در فعل و انفعالات بدن زنبور عسل شرکت دارند. بدین ترتیب استفاده بی‏رویه ازآنتی بیوتیک‏ها ممکن است این میکروارگانیسم‏های مفید را نیز از بین برده و زنبور عسل را از مزایای آن‏ها بی‏بهره سازد (10). علاوه بر این، آنتی‏بیوتیک‏ها دارای خطرات سمیت برای زنبورها بوده و احتمال آلوده شدن عسل نیز وجود دارد (3 و 12). به همین علت در کشورهایی که استفاده از آنتی بیوتیک ممنوع می‏باشد، بیشتر کلونی‏های مبتلا به بیماری باید معدوم شوند (13). به طور کلی تأثیر آنتی‏بیوتیک‏ها بر نتیجه درمان بیماری، بیشتر به جمعیت میکروبی دستگاه گوارش مربوط است. بنابراین، هر نوع پژوهش روی تغییرات حاصل از اعمال یک رژیم غذایی خاص بر جمعیت باکتریایی در میکروفلور دستگاه گوارش، به عنوان نقطه آغازی برای یافتن جایگزین‏های مناسبی برای آنتی بیوتیک است (14). اجرای مدیریت تغذیه‏ای به کمک برخی از باکتری‏هایی که به تازگی به عنوان پروبیوتیک‏ها ارزیابی شده‏اند، می‏تواند اثرات سودمندی در بهبود سلامتی ایفا کند. در حال حاضر استفاده از پروبیوتیک‏ها در تغذیه دام و طیور رایج و متداول شده است (15- 18). در رابطه با زنبور عسل نیز نتایج مطالعات مختلف بیان کننده قابلیت باکتری‏های غیر‏بیماری‏زا و مفید به عنوان تحریک کننده سیستم دفاعی زنبور عسل است. در این ارتباط برخی از پژوهشگران افزایش قابل توجه سطوح رونوشت پپتید ضد باکتریایی آباسین[5]در همولنف زنبور عسل را پس از 12 ساعت ازشروع تغذیه با پروبیوتیک گزارش کرده‏اند (13 و 19).

اسیدهای آلی نیز ترکیبات دیگری هستند که دارای فعالیت ضد میکروبی بوده و به عنوان جایگزین بالقوه برای آنتی بیوتیک‏ها پیشنهاد می‏شوند. این اسیدها می‏توانند به دیواره سلولی باکتریایی مضر نفوذ کرده و عملکردهای طبیعی انواع مشخصی از آن‏ها شامل سالمونلا[6]، اشریشیاکلی[7]، کلستریدیا[8]، لیستریا[9]و برخی از انواع کلی فرم[10] را تخریب سازند. البته اسیدی‏کننده‏ها تأثیرات متفاوتی بر انواع میکروب‏های روده ای دارند. این تفاوت‏ها در نتیجه استفاده از انواع و سطوح مختلف اسیدهای آلی در رژیم‏های غذایی ممکن است متغیر باشد (20). واردال[11] گزارش کرد که اسیدیته روده نوزادان زنبور عسل بین 5 تا 2/7 متغیر است (21)، در حالی که بیگنل و هیس[12] بیان کردند که اسیدیته روده بین 6/6 تا 8/6 در نوسان است (22). همچنین، واردال گزارش کرد که ایجاد تغییر در اسیدیته روده نوزادان زنبور عسل می‏تواند بر تکثیر باکتری ملیسوکوکوس پلوتون در دستگاه گوارش و در نتیجه ابتلای نوزادان به بیماریلوک اروپایی تاثیر گذار باشد (21). در بررسی‏های انجام گرفته مشخص شده است که این باکتری به خوبی روی محیط کشت با اسیدیته6/6 رشد می‏کند (23)، اما نمی‏‏تواند روی محیط‏های کشت با اسیدیته 4 یا 8 رشد و تکثیر داشته باشد (24). او همچنین اثبات کرد که جمعیت باکتری‏ها در روده نوزادان زنبور عسل در پاسخ به اسیدیته متغیر خواهند بود. این پژوهشگر به طور مؤثری بیماری لوک اروپایی را از طریق تغذیه کردن نوزادان با گرده‏های دارای اسیدیته بالا کنترل کرد (21).

با توجه به موارد بیان شده مربوط به تعاملات بین گونه‏های مختلف باکتریایی درون کندوها و پویایی جمعیت باکتریایی دستگاه گوارش زنبور عسل می‏توان از این موضوع برای توسعه راهکارهای جدید به منظور کنترل بیماری‏ها و اجتناب از استفاده مواد ضدمیکروبی تجاری مثل آنتی‏بیوتیک استفاده کرد. بدین ترتیب پژوهش حاضر به منظور مقایسه اثرات تغذیه‏ای سطوح مختلف اسید استیک، پروبیوتیک و آنتی بیوتیک‏های اکسی تتراسیکلین و نئومایسین بر جمعیت باکتری‏های کلی فرم و لاکتوباسیل موجود در کل بدن شفیره زنبور عسل انجام گرفت، تا غلطت تأثیر گذاری هر کدام از مواد آزمایشی مورد مطالعه نیز مشخص شود.

 

‏‏.مواد و روش‏ها

در این آزمایش از نمونه‏های زنبورعسل اروپایی[13] استفاده شد تیمارهای آزمایشی شامل سطوح مختلف اسید استیک 5 درصد (10، 20 و 30 گرم در لیتر)، کنسانتره مخلوط پروبیوتیکی[14] (1/0، 2/0 و 3/0 گرم در لیتر) به نام تجاری پروتوکسین و ساخت کشور انگلستان، آنتی‏بیوتیک اکسی تتراسیکلین 20 درصد (1/0، 2/0 و 3/0 گرم در لیتر) از شرکت داملران رازک، آنتی‏بیوتیک نئومایسین 20 درصد (1/0، 2/0 و 3/0 گرم در لیتر) از شرکت داملران رازک و شربت شکر 50 و شربت عسل 50 درصد (به عنوان گروه‏های شاهد) بودند. برای ممانعت از ترکیب عناصر و یون‏های موجود در آب با مواد افزودنی نیز از آب مقطر استفاده شد. بدین ترتیب آزمایش حاضر با 14 تیمار و 4 تکرار در قالب یک طرح کاملاً تصادفی انجام شد. کلونی‏های تحت آزمایش با 4 قاب جمعیت زنبور بالغ که حاوی لاروهای زنبور عسل بودند نیز به صورت روزانه از مواد آزمایشی مورد نظر به مدت 20 روز و در ماه مهر تغذیه شدند. سپس، از هر کلونی یک قطعه شان سر بسته به ابعاد 10×10 سانتی‏متر که حاوی شفیره‏های زنبوران کارگر با سن 18 روز که از زمان تخم گذاری ملکه علامت‏گذاری شده بودند انتخاب شدند تا اثر مصرف مواد آزمایشی در پایان دوره نوزادی و قبل از تولد زنبوران مشخص شود. سطح شان‏های منتقل شده به آزمایشگاه، ابتدا با الکل 70 درصد ضد عفونی شد و سپس، شفیره‏ها از سلول‏های شان خارج و در ظرف استریل کاملاً له شد. سپس یک گرم از نمونه داخل 9 سی سی محلول فیزیولوژی ریخته و با کمک شیکرکاملاً مخلوط شد. پس از تهیه رقت‏های 1- 10،
 2-10، 3- 10، 4-10 و 5-10، از هر نمونه در محیط کشت اختصاصی کلی فرم‏ها (مک کانکی آگار[15]) و محیط کشت اختصاصی لاکتوباسیلوس‏ها (ام آر اس آگار[16]) تلقیح شد. تمامی محیط‏های کشت ام آر اس ابتدا داخل شیشه بی‏هوازی حاوی گاز پک قرار داده و به همراه بقیه محیط‏های کشت در انکوباتور با دمای37 درجه سانتی‏گراد نگهداری شد. کلونی‏های کلی فرم بعد از 24 ساعت و کلونی‏های لاکتوباسیل بعد از 72 ساعت توسط شمارشگر الکترونیکی شمارش شد (25 و 26).

اطلاعات حاصل از این پژوهش نیز با استفاده از بسته نرم افزاری SAS (27) و با کاربرد مدل آماری طرح‏های کاملاً تصادفی تجزیه و تحلیل آماری شد. مقایسه میانگین‏ها با استفاده از آزمون چند دامنه دانکن (28) انجام شد.


.نتایج

مقایسه میانگین‏های مربوط به اثر تغذیه‏ای تیمارهای آزمایشی بر جمعیت باکتری‏های کلی فرم و لاکتوباسیل شفیره‏های زنبور عسل در جدول 1 نشان داده شده است. نتایج حاصل از آزمایش حاضر بیانگر آن است که بیش‏ترین جمعیت باکتری کلی فرم مربوط به تیمار شربت شکر (58/2 لگاریتم واحد تشکیل کلونی بر گرم) و کم‏ترین یا به عبارتی مقادیر عددی صفر جمعیت کلی‏فرمی مربوط به تیمارهای 2/0 و3/0گرم نئومایسین، اکسی تتراسیکلین، و پروبیوتیک می‏باشد
(05/0>P value). علاوه بر این، به موازات افزایش غلظت آنتی‏بیوتیک‏ها و پروبیوتیک از میزان جمعیت کلی فرم به میزان زیادی کاسته شد. استفاده از سطوح مختلف استیک اسید و شربت عسل نیز سبب کاهش جمعیت کلی فرم‏ها شد ولی این کاهش‏ها نسبت به تیمار شربت شکر معنادار نبود.

با مراجعه به جدول 1 می‏توان مشاهده کرد که تیمارهای آزمایشی آثار معناداری روی باکتری‏های لاکتوباسیل داشتند (05/0>P value)، به نحوی که بیش‏ترین جمعیت لاکتوباسیلوس مربوط به تیمار 2/0 گرم پروبیوتیک (05/4 لگاریتم واحد تشکیل کلونی بر گرم) و کم‏ترین جمعیت مربوط به تیمارهای 2/0 و3/0 گرم نئومایسین و برابر صفر بود. استفاده از غلظت 10 گرم در لیتر استیک اسید‏‏ 5 درصد نیز سبب افزایش لاکتوباسیلوس در شفیره زنبور عسل نسبت به گروه‏های آنتی بیوتیک و شاهد شد.

 

 

 

 

جدول 1- مقایسه میانگین جمعیت باکتری‏های کلی فرم و لاکتوباسیل موجود در شفیره زنبور عسل (لگاریتم واحد تشکیل کلونی بر گرم)
(Log CFU/g)

 

تیمار

عامل

جمعیت کلی فرم‏ها

 (لگاریتم واحد تشکیل کلونی بر گرم)

جمعیت لاکتوباسیلوس‏ها

 (لگاریتم واحد تشکیل کلونی بر گرم)

استیک اسید‏‏ 5 درصد‏‏

10 گرم در لیتر

ab83/0

ab91/3

استیک اسید‏‏ 5 درصد‏‏

20 گرم در لیتر

ab65/1

abc38/2

استیک اسید‏‏ 5 درصد‏‏

30 گرم در لیتر

ab83/0

bc16/1

پروبیوتیک

1/0 گرم در لیتر

ab83/0

bc25/1

پروبیوتیک

2/0 گرم در لیتر

b00/0

a05/4

پروبیوتیک

3/0 گرم در لیتر

b00/0

ab84/3

نئومایسین 20 درصد‏‏

1/0 گرم در لیتر

ab83/0

c83/0

نئومایسین 20 درصد‏‏

2/0 گرم در لیتر

b00/0

c00/0

نئومایسین 20 درصد‏‏

3/0 گرم در لیتر

b00/0

c00/0

اکسی تتراسیکلین 20 درصد‏‏

1/0 گرم در لیتر

ab65/1

c83/0

اکسی تتراسیکلین 20 درصد‏‏

2/0 گرم در لیتر

b00/0

c06/1

اکسی تتراسیکلین 20 درصد‏‏

3/0 گرم در لیتر

b00/0

abc32/2

شاهد

شربت شکر (1:1)

a58/2

c98/0

شاهد

شربت عسل (1:1)

ab83/0

c83/0

خطای استاندارد

 

01/1

47/1

a-c در هر ستون میانگین‏های با حروف متفاوت، با یکدیگر تفاوت معناداری دارند (05/0>P value).

 

 

.بحث و نتیجه ‏‏گیری

در پژوهش حاضر مشاهده شد که برخی از سطوح مواد آزمایشی مورد استفاده سبب کاهش جمعیت کلی‏فرم‏ها شدند. با توجه به اینکه لارو‏های جوان (1 تا 3 روزه) فقط از ژله رویال تغذیه شده و لاروهای مسن (4 تا 6 روزه) از مخلوط عسل رقیق شده (یا شربت شکر) و گرده تغذیه می‏شوند، این نتایج نشان می‏دهد که ترکیب جیره غذایی در طی دوره لاروی زنبور عسل بر میزان جمعیت کلی فرم‏های آن تأثیر‏گذار بوده است. مطالعات ال لیتی[xvii] و همکاران نیز نشان داد که تغذیه منبع تأثیرگذار بر جمعیت میکروبی زنبور عسل است (10). اسمولسکا زیمکاوسکا[xviii] نیز گزارش کرد که استفاده از آنتی‏بیوتیک فوماژیلین سبب کاهش جمعیت کلی‏فرم‏ها در زنبور عسل شد (29). البته استفاده از سطوح مختلف استیک اسید‏‏ نیز سبب کاهش جمعیت کلی فرم‏ها نسبت به تیمار شربت شکر شد ولی این کاهش معنادار نبود (جدول 1). نتایج حاصل از آزمایش‏های دیگر پژوهشگران نیز نشان داده که اسیدی‏کننده‏ها آثار متغیری بر جمعیت میکروبی روده داشته و این تغییرات ممکن است در نتیجه استفاده انواع مختلف و سطوح متفاوت اسیدهای آلی به اندازه تغذیه آن‏ها با رژیم‏های غذایی متنوع متغیر باشد (16). البته برخی پژوهشگران نیز اظهار داشته‏اند که در محیط آزمایشگاه، نوزادان زنبورعسل قادرند غلظت یونی (بافری) غذای خود را ثابت نگه داشته و در نتیجه، تحت تأثیر تغییرات اسیدیته غذا قرار نمی‏‏گیرند (21 و 24). در آزمایش حاضر مقایسه دو گروه کنترل مثبت با یکدیگر نیز نشان داد که اگر چه استفاده از شربت عسل در مقایسه با شربت شکر جمعیت کمتری از کلی‏فرم‏ها را در شفیره‏های زنبوران نشان می‏دهد اما این کاهش از نظر آماری معنا‏دار نیست و به نظر می‏رسد علت این کاهش با حضور مواد ضدمیکروبی درون شهد و عسل قابل توجیه باشد (30).

در این پژوهش استفاده از سطوح 2/0 و 3/0 گرم در لیتر پروبیوتیک به علت‏‏ داشتن طیف وسیعی از باکتری‏های لاکتوباسیل بر خلاف سطوح مختلف آنتی‏بیوتیک نئومایسین به طور مؤثری سبب افزایش معنادار آن‏ها در شفیره زنبور عسل شد. بهجتیان اصفهانی[xix] و همکاران نیز نشان دادند که استفاده از پروبیوتیک‏ها سبب افزایش جمعیت لاکتوباسیلوس‏ها و آنتی بیوتیک سبب کاهش آن‏ها در دستگاه گوارش زنبوران بالغ شد (31). همچنین، استفاده از استیک‏اسید‏‏ 5 درصد با غلظت 10 گرم در لیتر نیز سبب افزایش جمعیت باکتری‏های لاکتوباسیل در شفیره زنبور در مقایسه با گروه‏های شاهد شده است.

با توجه به نتایج پژوهش حاضر به نظر می‏رسد با استفاده از یک اسیدی ‏کننده مناسب همانند استیک‏اسید‏‏ 5 درصد (سرکه معمولی) و یا به واسطه استفاده از پروبیوتیک در تغذیه زنبوران عسل می‏توان نسبت به افزایش جمعیت لاکتوباسیلوس‏ها در نوزادان زنبور عسل اقدام کرد.

 



[1]- American foul brood (AFB)

[2]- European foul brood (EFB)

[3]- Peanibacilluslarvae larvae

[4]- Melissoccus pluton

[5]- Abaecin

[6]- Salmonella spp

[7]- Escherichia coli

[8]- Clostridia spp

[9]- Listeria spp

[10]- Coli forms

[11]- Wardall

[12]- Bignell and Heath

[13]- Apis mellifera L.

[14]- پروبیوتیک پروتوکسین به شکل کنسانتره مخلوط 109×2 و دارای مجموعه‏ای از سویه‏های گوناگون از باکتری‏های سودمند شامل Lactobacillus plantaroum، Lactobacillus delbrueckii subsp. Bulgaricus، Lactobacillus acidophilus، Lactobacillus rhamnosusوBifidobacteriumbifidumبود و در داروخانه دامپزشکی موجود است.

[15]- MacConkey agar

[16]- MRS agar

[xvii]- El-Leithy

[xviii]- Smolska-Szymczewska

[xix]- Behjatian Esfahani

(1)               Heyndrickx M., Vandemeulebroecke K., Hoste B., Janssen P., Kersters K., De Vos P., et al. Reclassification of Paenibacillus. Pulvifaciens. International Journal of Systematic Bacteriology 1996; 46 (1): 270- 9.

(2)               Piccini C., Antunez K., Zunino P. An approach to the characterization of the honey bee hive bacterial flora. Journal of Apicultural Research 2004; 43 (3): 101- 4.

(3)               Peng C.Y.S., Mussen E., Fong A., Montigue MA., Tyler T. Effects of Chlortetracycline on honey bee worker larvae reared in vitro. Journal Invertebrate Pathology 1992; 60 (2): 127- 33.

(4)               Burri R. Die Beziehungen der Bakterienzumlebenszuklus der honigbiene. SchweizerischeBienen-Zeitung1947; 70 (6): 273- 6.

(5)               Gilliam M. Microbial sterility of the intestinal content of the immature honey bee, Apismellifera. Journal of Entomology Society 1971; 64 (1): 315- 6.

(6)               Kluge R. Untersuchungenüber die Darmflora der honigbienen, Apismellifera. Z. Bienen-Forsch 1963; 6 (1): 141- 69.

(7)               Burgett D.M. Antibiotic systems in honey nectar and pollen. In: Morse RA., Nowogrodzki R., editors. Honey Bee Pests, Predators, and Diseases, Second Edition. Xi 474p. Ithaca, New York, Usa; London, England, Uk: Cornell University Press; 1990: 329- 40.

(8)               Yatsunami K., Echigo T. Antibacterial action of honey and royal jelly. Honeybee Science 1984; 5 (3): 125- 30.

(9)               Gilliam M., Prest DB. Microbiology of the feces of the larval honey bee, Apis mellifera. Journal of Invertebrate Pathology 1987; 49 (1): 70- 5.

(10)           Van den Bogaard AE. Antimicrobial resistance- relation to human and animal exposure to antibiotics. Journal of Antimicrobial Chemotherapy 1997; 40 (1): 453- 4.

(11)           Lehnert T., Shimanuki H. Oxytetracycline residues in honey following three different methods of administering the antibiotic. Apidologie 1981; 12 (2): 133- 6.

(12)           Gregorc A., Bowen ID. Histopathological and histochemical changes in honeybee larvae (Apismellifera L.) after infection with Bacillus larvae, the causative agent of American foulbrood disease. Journal Cell Biology International 1998; 22 (2): 137- 44.

(13)           Bedford M. Removal of antibiotic growth promoters from poultry diets: implications and strategies to minimise subsequent problems. Worlds Poultry Science Journal 2000; 56 (4): 347- 65.

(14)           Cartman S., La Ragione R.M., Woodward MJ. Bacterial spore formers as probiotics for poultry. Journal International Food Information Service 2007; 4 (3): 21-30.

(15)           Gunal M., Yayli G., Kaya O., Karahan N., Sulak O. The effects of antibiotic growth promoter: probiotic or organic Acid supplementation on performance, intestinal microflora and tissue of broilers. International Journal of Poultry Science 2006; 5 (2): 149- 55.

(16)           Rekiel A., Wiecek J., Bielecki W., Gajewska J., Cichowicz M., Kulisiewicz J., et al. Effect of addition of feed antibiotic flavomycin or prebiotic BIOMOS on production results of fatteners, blood biochemical parameters, morphometric indices of intestine and composition of microflora. Archives of Animal Breeding. Tierzucht. Dummerstorf 2007; 50 (2): 172- 80.

(17)           Schrezenmeir J., Devrese M. Probiotics, prebiotics, and synbiotics: approaching a definition. American Journal of Clinical Nutrition 2001; 73 (2): 361- 4.

(18)           Armitage S.A.O., Thompson J.J.W., Rolff J., Sivajothy M.T. Examining costs of induced and constitutive immune investment in tenebriomolitor. Journal of Evolutionary Biology 2003; 16 (5): 1038- 44.

(19)           Moines D. Non- antimicrobial production enhancers for swine: A review. Pork Checkoff. National Pork Board Fact Sheet 2010: 1- 12.

(20)           Wardall G.I. European foulbrood: Association with Michigan blueberry pollination, and control. [Dissertation]. Michigan: Michigan University; 1982.

(21)           Bignell D.E., Heath L.A. Electropositive redox state of the fifth-instar larval gut of Apismellifera. Journal of Apiculture Research 1985; 24 (4): 211- 3.

(22)           Hornitzky M., Smith L. Procedures for the culture of Melissococcus pluton from diseased brood and bulk honey samples. Journal of Apicultural Research 1998; 37 (4): 293- 4.

(23)           Djordjevic S.P., Noone K., Smith L., Hornitzky M.A.Z. Development of a hemi-nested PCR assay for the specific detection of Melissococcus pluton. Journal of Apicultural Research 1998; 37 (3): 165- 74.

(24)           Grabow W.O.K., Hilner C.A., Coubrough P. Evaluation of Standard and Modified M-FC., MacConkey., and Teepol Media for Membrane Filtration Counting of Fecal Coliforms in Water. Applid and Environmental Microbiology 1981; 42 (2): 192- 9.

(25)           Goderska K., Nowak J., Czarnecki Z. Comparison of the growth of lactobacillus acidophilus and bifidobacterium bifidum species in media supplemented with selected saccharides including prebiotics. Acta Scientiarum Polonorum of Technologia Alimentaria 2008; 7 (2): 5-20.

(26)           SAS Institute. SAS Users Guide: Statistics, 6th ed. USA: SAS Institute, Cary, NC; 1988.

(27)           Duncan D.B. Multiple range and multiple F test. Biomettrics 1955; 11: 1- 42.

(28)           Smolska-Szymczewska B. The influence of the chosen chemotherapeutics on the intestinal flora of the honey bee. Apiacta 1989; 24 (3): 71- 8.

(29)           Tichy J., Novak J. Detection of antimicrobials in bee products with activity against viridans streptococci. Journal of Alternative and Complementary Medicine 2000; 6 (5): 383- 9.

(30)           Behjatian Esfahani M., Gheisari A.A., Kasra Kermanshahi R., Khodami A., Sariyan S. Nutritional effects of oxytetracycline, probiotic and acetic acid with sugar syrup on the bacterial flora of the gastrointestinal tract of adult bees. Proceeding of The 4th Congress on Animal Science; Iran Karaj; 2010: 4818- 22.