جداسازی پروتئین لایه سطحی کالوباکتر و کریستالیزاسیون آن به روی سطوح صاف

نوع مقاله: پژوهشی- فارسی

نویسندگان

1 استادیار بیوتکنولوژی، پژوهشکده نانو فناوری و مواد پیشرفته، دانشگاه صنعتی اصفهان، ایران

2 دانشجوی کارشناسی ارشد نانوبیوتکنولوژی، دانشگاه اصفهان، ایران

چکیده

مقدمه: خودآرایی مولکول‏ها نقش مهمی در بسیاری از زمینه‏های نانو بیوتکنولوژی، مانند ساخت حسگر‏های زیستی نوین، سیستم‏های داروسان هوشمند، ساخت کشت بافت در ترمیم زخم‏ها، تشخیص مولکول هدف و غیره دارند. پروتئین‏های لایه S جداسازی شده از سطح باکتری‏ها مولکول‏های با خاصیت خود آرایگی برروی انواع سطوح و ایجاد گروهای عاملی منظم هستند. از این خاصیت می‏توان در کریستاله کردن آن‏ها بر روی‏ سطوح و ایجاد لیگاند با مولکول‏های دیگر استفاده کرد‏‏‏.
مواد و روش ‏‏ها: در این پژوهش، پروتئین لایه سطحی از سطح کالوباکتر جداسازی شده و برروی سطوح سیلیکون و میکا دوباره کریستاله شد. ویژگی‏های خود آرایگی مولکول مورد نظر توسط میکروسکوپ نیروی اتمی بررسی شد. آنتی بادی ایمینو گلوبولین G به عنوان مدل برای بررسی ایجاد لیگاند منظم بر روی‏ آن تثبیت شد.
نتایج: نتایج الکتروفورز جداسازی پروتئین مورد نظر را از سطح باکتری به شکل خالص با وزن مولکولی حدود 96 کیلودالتون تایید کرد‏ و میکروسکوپ نیروی اتمی ساختار‏های منظم کریستاله شده را نشان داد. آزمون‏‏‏های ایمینولوژیک نشان دادند تثبیت آنتی بادی در حضور لایه S افزایش می‏یابد.
بحث و نتیجه‏ گیری: نتایج این پژوهش امکان استفاده از این پروتئین‏ها را برای افزایش گروه‏های عاملی، ایجاد لایه خود آرایه و هدفمند سازی سطح را نشان می‏دهد. 

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Isolation of S-Layer from Caulobacter and re-crystallization on planar supports

نویسندگان [English]

  • Neda Habibi 1
  • Tayebe Zohrabi 2
1 Assistance Professor of Biotechnology, Nanotechnology and Advanced Material Institute, Isfahan University of Technology, Iran
2 M. Sc. Student of Nanobiotechnology, University of Isfahan, Iran
چکیده [English]

Introduction: Self- assemble structures play an important role in many aspects of nanotechnology field such as biosesnsors, drug delivery, tissue engineering and targeting activity. S-layers proteins are an example of such molecules. These molecules possess the ability of re-crystallization after isolation from the surface of bacteria and therefore could be used for fabrication of assembled functional groups.
Materials and methods: To this regard in this work S- Layers were isolated from Caulobacter and were assembled on mica and silicon wafers. S-Layers re-crystallization were characterized by means of AFM. In order to evaluate the production of assembled functional groups Immunological methods were used.
Results: S-Layer with molecular weight of 96 KDa were successfully isolated from the surface of Caulobacter and crystallized on solid silicone and mica support. AFM results indicated assembled domains on mica and silicone. IgG immobilization was induced in the presence of S-Layer structures.
Discussion and conclusion: The results confirmed the effect of S-Layer crystallization on fabrication of assembled functional groups.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Self- assembly
  • S- Layer
  • Functional group

مقدمه

لایه S ساختارهای متخلخل متصل به دیواره سلولی یا غشا خارجی باکتری‏هاست که از یک گونه پروتئین یا گلیکوپروتئین ساخته شده‏است. آن‏ها توانایی مجمتع شدن به شکل شبکه‏های بسته در تمامی مراحل رشد و تقسیم سلولی را دارا بوده و ساده‏ترین ‏‏نوع غشای زیستی که در روند تکامل زیستی شکل گرفته را نمایندگی می‏کند. زیرواحدهای لایه S که از تعداد وسیعی از ارگانیسم‏های پروکاریوت جداسازی شده‏است پس از جداسازی توانایی ذاتی برای مجتمع شدن به شکل آرایه‏های تک مولکولی در سوسپانسیون، در سطح مشترک هوا- مایع، بر فیلم‏های چربی، لیپوزوم‏ها و پایه‏های جامد (مانند پلیمرها، فلزات، ورقه‏های سیلیکونی) را دارند(1- 5).

این ویژگی‏های بی‏همتا برای لایه‏های S کاربردهای وسیعی فراهم می آورد، به ویژه در زمینه نانوتکنولوژی و ایجاد ساختار‏های بیومیمتیک (6). شبکه‏های لایه S با آرایه‏های تک مولکولی و خواص تکرار شونده فیزیکی- شیمیایی تا حد مقیاس نانومتر سیستم‏های تجمعی بی همتایی هستند. از آن‏ها می‏توان به عنوان مبنای ساختاری برای یک کیت ساختمانی بیومولکولی شامل مولکول‏های زیستی استفاده کرد (5). محل و ساختار شبکه‏های لایه S به طریق میکروسکوپی الکترونی و نیروی اتمی پژوهش شده است. لایه‏های S نوعی دارای تقارن مورب (p1, p2)، مربعی (p4) و 6 وجهی (p3, p6) هستند (7- 10) (شکل 1).

 
ویژگی‏های مهم لایه S عبارتند از:

  1. تخلخل‏های موجود در لایه‏های S از نظر اندازه و ریخت شناسی یکسان هستند و در گستره غشاهای اولترافیلتراسیون می‏گنجند.
  2. گروه‏های عاملی موجود بر سطح و در درون تخلخل‏ها از نظر مکان و جهت در موقعیت‏های مناسبی قرار گرفته‏اند و برای امر پیوند مولکول‏های عاملی به شکلی بسیار دقیق در دسترس هستند.
  3. زیر واحدهای لایه S جداسازی شده از بسیاری از میکروارگانیسم‏ها قابلیت خود تجمعی مجدد به شکل تک لایه‏های بسته به روی سطوح جامد در سطوح مشترک هوا- آب، به روی تک لایه‏های چربی، و یا روی سطح لیپوزوم‏ها را دارند (1).

 

 

شکل 1- تصویر شماتیک از ساختار‏های خودآرایه لایه S تقارن مورب (p1, p2)، مربعی (p4) و 6 وجهی (p3, p6)

 

در حال حاضر، کاربردهای بالقوه آن از ساخت شاهای اولترافیلتراسیون تا حسگرهای زیستی، کیت‏های تشخیص واکسن، ماتریس‏های جذب و سیستم‏های انتقال برای عاملی کردن سطوح غیرآلی است.
استفاده از این لایه‏ها برای خودآرایی مولکول‏های دیگر بر روی سطوح صاف مبحثی بسیار جدید بوده که امکان ایجاد سطوح هوشمند را می‏دهد. هنگامی که ماکرومولکول‏ها به روش جذب سطحی بر سطوح نشانده می‏شوند عملکرد ساختاری آن‏ها کاهش می‏یابد. علت این امر در دسترس نبودن ساختار عملگرای مولکول زیستی و غیر منظم تثبیت شدن آن است. به همین علت ساختار‏های خود آرایه اهمیت زیادی دارند (11 و 12).

یکی از کاربرد‏های مهم این لایه‏ها ایجاد الگویی برای ساخت لایه‏های خود آرایه از مولکول‏های دیگر زیستی است. به علت اینکه گروه‏های عاملی فعال تکرار شده‏اند با برقراری لیگاند مولکول‏های زیستی دیگر نیز به شکل خود آرایه ایجاد می‏شوند (13). سطوح جامدی که به طور موفقیت آمیزی برای پوشش دهی لایه‏های S استفاده شده‏اند عبارتند از میکا، لیپوزوم‏ها و محلول‏ها. سطوح صاف سیلیکون به علت استفاده گسترده از حسگر‏ها کاندید مناسبی برای خود آرایه کرد‏ن لایه S هستند (14 و 15). در فرایند کریستالیزاسیون عواملی مانند (ترکیب یونی، قدرت یونی، غلظت پروتئین، اسیدیته و دما) که شاخص‏های اساسی به شمار می آیند باید به دقت انتخاب شوند (1). یکی از نکات مهم دیگر نیز اینست که ساختار لایه S تشکیل شده بر سطوح جامد در تمامی سطوح یکسان نیست و شامل حوزه‏های بلوری است که به طور تصادفی به هم اتصال داده شده اند بنابراین، شناخت و مطالعه خود آرایگی آن‏ها اهمیت زیادی دارد (16- 18). در این پژوهش برای نخستین بار کریستالیزاسیون لایه سطحی کالوباکتر بر روی سطوح مختلف بررسی شد. لایه سطحی باکتری‏های گرم منفی کمتر بررسی شده‏اند، این در حالیست که مزایایی از قبیل جداسازی راحت‏تر دارند. ضمن اینکه به علت آن که باکتری کالوباکتر دارای زایده است میزان بالاتری از لایه سطحی بر روی آن وجود دارد. هدف استفاده از سطوح سیلیکون و میکا (به علت امکان به کارگیری این سطوح در حسگر‏های زیستی) تیمار‏های مختلف این سطوح و بررسی تأثیر نوع پوشش بر توانایی ایجاد لیگاند لایه سطحی این باکتری به مولکول مورد نظر بود. شناخت و بررسی این موارد اهمیت زیادی در تولید حسگر‏های بر پایه لایه سطحی دارند.

 

.مواد و روش‏ها

.کشت باکتری کالوباکتر بر روی‏ محیط پایه با پپتون کم: پودر لیوفیلیزه شده باکتری کالوباکتر از مرکز کشت آمریکا تهیه شده (ATCC No. 19089) و بر روی 50 میلی‏لیتر از محیط کشت کم پپتون (پپتون 2 گرم، عصاره مخمر 1 گرم و 2/0 گرم منیزیم سولفات) کشت داده شد. پس از 4 روز گرمخانه‏گذاری در 25 درجه، نمونه به محیط کشت آگاردار منتقل شد (22). پس از اطمینان از خالص بودن نمونه یک پلیت در دمای منفی 80 درجه سانتی‏گراد و بدون گلیسرول ذخیره‏سازی و پلیت دیگر به 500 میلی‏لیتر پپتون براث منتقل شد. پس از 4 روز گرمخانه‏گذاری در 25 درجه سانتی‏گراد نمونه ‏برای جداسازی پروتئین لایه سطحی استفاده شد (2).

.جداسازی پروتیین‏های خود آرایه لایه S: 500 میلی‏لیتر از پپتون براث در 4000 دور سانتریفیوژ شد. پلت جداسازی شده 2 بار با سرم فیزیولوژی شستشو شد و 10 میلی‏لیتر گوانیدین هیدرو کلراید 5 مولار (شکننده پیوندهای هیدروژنی) به منظور جداسازی لایه S از دیواره باکتری‏ها به آن اضافه شد. پس از 2 ساعت نمونه سانتریفیوز و سوپرناتانت حاوی پروتئین جداسازی شده استخراج شد (3).

.خالص سازی لایه S: به منظور خالص‏سازی پروتئین از گوانیدین هیدروکلراید و سایر نمک‏های موجود، نمونه به کمک کیسه دیالیز (استات سلولز KDa MWCO 12) و در حضور آب به مدت 8 ساعت دیالیز شد. پس از دیالیز نمونه توسط غشا پلی استیرن کات آف 50 و 100 کیلودالتون یک مرحله دیگر خالص‏سازی را نیز گذارند. غلظت لایه سطحی به وسیله محلول بردفورد حاوی کومسی بریلیانت بلو G و اندازه‏گیری جذب آن در طول موج 500 نانومتر تعیین شد. محلول استاندارد با غلظت‏های معین بووین آلبومین سرم تهیه و غلظت آن‏ها به روش بردفورد تعیین شد و غلظت نمونه پروتئین براساس آن اندازه‏گیری شد (23).

.تحلیل SDS-Page الکتروفورز: نمونه پروتئین به وسیله روش سدیم دودسیل سولفات پلی اکریل آمید ژل تحلیل شد. ژل‏های آماده اس دی اس از شرکت سیگما تهیه شد. ژل در بافر MES و در دستگاه مخصوص قرار داده شد. 10 میکرولیتر از محلول پروتئین با 10میکرولیتر بافر الکتروفورز ترکیب و نمونه در چاهک‏های الکتروفورز بارگزاری شد. نمونه‏ها با برقراری ولتاژ 200 ولت و 125 میلی‏آمپر به مدت 30 دقیقه الکتروفورز شدند. سپس، ژل به وسیله کومسی بریلیانت بلو R 250 رنگ آمیزی و به وسیله اسید استیک 10 درصد شسشتو داده شد (1 و 3).

.کریستالیزاسیون لایه S بر روی سیلیکون و میکا: غلظت پروتیئن مورد نظر بر روی یک میلی‏گرم بر میلی‏لیتر تنظیم شد. محلول 10 میلی‏مولار کلرید کلسیم در 5/0 میلی‏مولار بافر تریس هیدروکلریدریک اسید حل شده و به مدت 2 ساعت در تماس با سیلیکون و میکا قرار داده شد. پس از 2 ساعت سیلیکون به وسیله سرم فیزیولوژی شستشو داده شد که واحد‏های کریستاله نشده شسته شوند (4).

.میکروسکوپ نیروی اتمی: سیلیکون که پروتئین بر روی‏ آن خود ارایه شد به منظور تحلیل AFM استفاده شد. عکس‏ها در شرایط هوا و دمای محیط و مد تماسی به وسیله میکروسکوپ آراپژوهش تحلیل و به وسیله نرم افزار (اسپیپ) بررسی شد.

.برقراری لیگاند با مولکول‏های هدف (آنتی بادی ایمینو گلوبولین G): به منظور اتصال گروه‏های عاملی آرایش یافته پروتئین لایه سطحی به مولکول‏های هدف، آنتی بادی ایمینو گلوبولین G به عنوان مدل انتخاب و بررسی شد. ابتدا لایه S به روش یاد شده در حضور بافر کلرید کلسیم بر روی‏ سطوح سیلیکون آرایش یافت و به وسیله سرم فیزیولوژی شستشو شد. سطوح مورد نظر به کمک بافر 2 میلی‏مولار EDC (فعال کننده گروه‏های کربوکسیل) در اسیدیته 5 به مدت 20 دقیقه تیمار شد و اسیدیته آن بلافاصله بر روی 7 تنظیم شد تا از ادامه واکنش و تبدیل گروه‏های کربوکسیل فعال به دیگر گروه‏های عاملی جلوگیری شود. سپس، آنتی بادی متصل به آنزیم پراکسیداز در غلظت 10 میکروگرم بر میلی‏لیتر به سطح سیلیکون اضافه شد و در دمای 4 درجه سانتی‏گراد به مدت 60 دقیقه تیمار و سپس، به وسیله سرم فیزیولوژی شستشو شد. به منظور شناسایی میزان مولکول‏های آنتی بادی متصل شده به لایه S، میزان مولکول‏های پراکسیداز متصل شده به سطح توسط روش جذبی اندازه گیری شد. بدین منظور OPD که سوبسترای واکنش دهنده به این آنزیم پرکسیداز می‏باشد در بافر با اسیدیته 5 آماده شد و به میزان یک میلی‏لیتر به سطح سیلیکون اضافه شد (تمام واکنش در تاریکی انجام شد). جذب محلول در450 نانومتر اندازه گیری شد (3 و 17). به وسیله رسم منحی استاندارد با غلضت معین، میزان مولکول‏های متصل شده به سطح تعیین شدند.

.نتایج

.جداسازی و خالص سازی لایه S: شکل 2 نتایج حاصل از جداسازی و خالص‏سازی پروتئین‏های لایه S از کالوباکتر توسط ژل SDS-Page را نشان می‏دهد. همان‏طور که مشخص است وزن مولکولی پروتئین مورد نظر حدود 96 کیلودالتون است (شکل 2). پروتئین لایه S پس از جداسازی و تأیید وجود آن در تحلیل اس دی اس، به کمک روش برد فورد تعیین غلظت شدند. نمودار غلظت‏های متفاوت سرم آلبومین گاوی ترسیم شد و با استفاده از آن غلظت پروتیئن مورد نظر مشخص شد. نتایج نشان می‏دهد غلظت پروتئین1/0 میلی‏گرم بر میلی‏لیتر است.

 

شکل 2- از چپ به راست ردیف 1: پروتئین مارکر، ردیف 2 و 3 لایه جداسازی شده از کالوباکتر در شرایط گوانیدین هیدروکلراید 5 و 4 مولار

 

.کریستالیزاسیون لایه S به روی سطوح جامد: برای نشان دادن تاثیر نوع سطح جامد بر خودآرایه لایه S، پروتیئن مورد نظر به همراه بافر حاوی کلرید کلسیم (که برای کرسیتالیزاسیون مجدد آن‏ها ضروری است) بر بسترهای سیلیکون و میکا نشانده و ساختار آن‏ها به کمک میکروسکوپ نیروی اتمی بررسی شد. به کمک خراشیدن لایه توسط کانتیلور میکروسکوپ نیروی اتمی با اعمال نیروی بالاتر، ضخامت لایه تشکیل شده مشخص شد. به منظور بررسی نوع تیمار بستر نیز، سیلیکون با مواد هیدروفوب و پلی مرهای هیدروفیل پوشش داده شد (20 و 21).

نتایج نشان می‏دهد لایه S بر روی‏ هر دو سطح ساختار‏های خود آرایه را ایجاد می‏کند که بر روی‏ سطح میکا و سطوح باردار پلی یونی سیلیکون، این دومین‏های بزرگ و به اندازه 800 تا 1000 نانومتر بوده و بر روی‏ بستر سیلیکون هیدروفوب دومین‏های کوچک‏تر و فشرده‏تر تشکیل می‏شوند (شکل 3). شبکه کریستال کاملا منظم در نمونه‏های که بر روی‏ سیلیکون هیدروفوب کریستاله شده بودند، یافت شد (شکل 4) و در باقیمانده نمونه‏ها ساختار‏های خود آرایه با دومین‏های بزرگ 800 تا 1000 نانومتر مشاهده شد. ضخامت لایه 32 نانومتر گزارش شد (شکل 5)

.نتایج ایجاد لیگاند به آنتی بادی: لایه S کریستاله شده بر سطوح سیلیکونی به منظور اتصال لیگاند با آنتی بادی استفاده شد. به این منظور ابتدا گروه‏های کربوکسیل آن فعال‏سازی شد و سپس، به آنتی ایمینو گلوبولین G پراکسیدازدار متصل شد. نتایج نشان ‏داد که آنتی بادی تثبیت شده بر سطوح هیدروفوب در حضور لایه S و بدون حضور آن به ترتیب 100 و 20 میکروگرم آنتی بادی بر روی‏ سطح 1*1 سانتی‏متر است. در مورد سطوح سیلیکون هیدروفوب میزان توانایی سطح در اتصال نسبت به سیلیکون‏های هیدروفیل (70 میکروگرم) بالاتر گزارش شد.

 

 

 

شکل 3- پروتئین لایه S کریستاله شده بر روی‏ سیلیکون هیدروفوب (مقیاس 2 میکرومتر)

 

 

شکل 4- کریستال تشکیل شده لایه S بر روی‏ سیلیکون هیدروفوب در بزرگنمایی بالا‏تر (مقیاس 650 نانومتر)

 

 

شکل 5- ضخامت لایه S اندازه گیری شده توسط ایجاد خراش به وسیله کانتیلور میکروسکوپ نیروی اتمی

 


.بحث و نتیجه ‏‏گیری

وزن مولکولی لایه S  96 کیلودالتون تعیین شد که با وزن مولکولی پروتیئن‏های جدا شده از همین باکتری در مطالعات پیشین همخوانی دارد (1). نشان داده شده است که وزن مولکولی لایه سطحی بسته به نوع باکتری بین 90 تا 120 کیلودالتون است. نتایج SDS جداسازی لایه سطحی و خالص بودن آن را تأیید کرد‏. گوانیدین هیدروکلراید در دو غلظت 4 و 5 مولار برای جداسازی لایه S استفاده شد. هنگامی که غلظت 5 مولار استفاده شد، باند قوی‏تر و خالص در ژل مشاهده گردید. نتایج حاصل از کریستالیزاسیون لایه سطحی بر روی سیلیکون مناسب بودن سیلیکون آبگریز را برای این امر تأیید کرد‏. یئو و همکاران نشان دادند که لایه S به روی سطوح هیدروفیل نقطه کریستالیزاسیون در نقاط متفاوت ایجاد می‏کند و این نقاط رشد می‏کنند (رشد جزیره مانند). بنابراین، شبکه کاملا منظم در همه سطح به شکل یکسان تشکیل نمی شود (18). نتایج این پژوهش نشان داد که کریستالیزاسیون پروتئین‏ها بر روی‏ سطوح تیمار شده به وسیله پلی‏مرها به مراتب آهسته‏تر شکل گرفت و این دو امر می‏تواند یکی از علت‏های عدم مشاهده شبکه منظم‏تر در مورد این سطوح ‏باشد. مارتین و همکاران نشان دادند که کریستالیزاسیون لایه S به شاخص‏های مختلفی از جمله بار سطح، حرکت مولکول‏های سطح و زبری سطح بستگی دارد (19). برای مثال نشان داده شده است که زبری کمتر برای ایجاد کریستالیزاسیون منظم مناسب‏تر است. در مورد سطوحی که پلی‏مرهای باردار بر روی‏ آن پوشش داده شده‏اند به علت پستی و بلندی پلی‏یون‏ها، سطوح زبرتر تشکیل می‏شود. در این سطوح کرسیتالیزاسیون به شکل جزیره مانند رشد می‏کند و نمی‏توان شبکه کامل منظم را در همه سطوح مشاهده کرد‏ که با نتایج حاصل از این پژوهش مطابقت دارد. به‏طور کلی نشان داده شده است که پروتئین‏های جدا شده از باسیلوس‏ها تمایل بیشتری برای کریستالیزاسیون مجدد بر روی‏ سطوح هیدروفوب نشان می‏دهند (1 و 18). نتایج این پژوهش نیز نشان داد لایه S کالوباکتر بر روی‏ سیلیکون‏هایی که با مواد هیدروفوب تیمار شده بودند شبکه کریستال منظم تشکیل می‏دهد.

به علت آن‏که کانتلیور میکروسکوپ نیاز به اعمال نیروی بالاتر به منظور خراشیدن سطح هیدروفیل داشت نتیجه‏گیری می‏شود که لایه S پیوند‏های محکم‏تری با سطح باردار این پلی یون‏ها برقرار کرده است. علت این امر را می‏توان به باردار بودن سطح لایه S نسبت داد. این نتیجه از این نظر اهمیت دارد که سطوح با مقاومت بالاتر و ماندگاری بیشتری برای استفاده در حسگر‏ها تولید می‏شوند. نتایج نشان داد ضخامت لایه‏ها کریستاله شده 32 نانومتر است (شکل 5).

افزایش میزان تثبیت آنتی بادی در حضور لایه S اهمیت گروه‏های عاملی خود آرایه را در تثبیت این مولکول‏ها نشان می‏دهد. همچنین، نشان داده شده است که تیمار‏های مختلف سطوح بر ایجاد لیگاند اثر می‏گذارند. سطوح هیدروفوب به علت وجود شبکه منظم کریستال باعث در دسترس بودن میزان بیشتری از گروه‏های عاملی فعال برای ایجاد پیوند شده و این علت بالاتر گزارش شدن تثبیت مولکول در سیلیکون‏های هیدروفوب است.

نتایج این پژوهش امکان کریستالیزاسیون لایه سطحی خود آرایه کالوباکتر را بر روی‏ سطوح سیلیکونی و میکا و استفاده از آن‏ها برای افزایش گروه‏های عاملی سطح را اثبات می‏کند. همچنین، نقش نوع بستر در نحوه کریستالیزاسیون و ایجاد لیگاند این لایه‏ها در این پژوهش نشان داده شده است. بر روی‏ هر دو بستر سیلیکونی هیدروفیل و هیدروفوب ساختار‏های خود آرایه ایجاد شده بود که در مورد سطوح هیدروفیل این دومین‏ها بزرگ‏تر و بر روی‏ سطوح هیدروفوب سیلیکونی ساختار‏های خود آرایه کوچک‏تر و فشرده‏تر مشاهده شد. شبکه کاملا منظم کریستالی در نمونه‏هایی که بر روی‏ سیلیکون هیدروفوب تثبیت شده بودند مشاهده شد. با فعال‏سازی گروه‏های عاملی و تثبیت آنتی‏بادی ایمینو گلوبولین G بر روی‏ لایه S مشخص شد که تثبیت نسبت به حالت جذبی افزایش پیدا کرده بود که نشان دهنده افزایش گروه‏های عاملی سطح است. این سطوح در انواع کاربردهای نانو بیو فناوری مانند هدفمند‏سازی سامانه‏های دارویی و حسگر‏ها استفاده فراوان دارند.

تشکر و قدردانی

این مقاله توسط صندوق حمایت از پژوهشگران با شماره طرح 91041828 حمایت شده است.

(1)               Toca-Herrera JL., Krastev R., Bosio V., Kupcu S., Pum D., Fery A., et al. Recrystallization of Bacterial S-Layers on Flat Polyelectrolyte Surfaces and Hollow Polyelectrolyte Capsules. Small 2005; 3: 339- 48.

(2)               Pastorino L., Caneva Soumetz F., Giacomini M., Ruggiero C. Development of a piezoelectric immunosensor for Paclitaxel measurement. Journal of Immunological Methods 2006; 313: 119- 98.

(3)               Habibi N., Pastorino L., CanevaSoumetz F., Sbrana F., Raiteri R., Ruggiero C. Nanoengineered polymeric S-layers based capsules with targeting activity. Colloid and Surfaces B 2011; 88 (1): 366- 72.

(4)               Habibi N., Caneva Soumetz F., Giulianelli M., Pastorino L., Herrera O., Sbrana F., et al. Self-assembly and Recrystallization of Bacterial S-layer Proteins of Bacillus sphaericus and Bacillus thuringiensis on Silicone., Mica and Quartz Crystal Supports. Proceed IEEE EMBS 2010; 3739- 42.

(5)               Habibi N., CanevaSoumetz F., Pastorino L., Herrera O., Ruggiero C. Layer by layer self assembly of polyelectrolytes and S-layers. Proceed IEEE Nano 2010; Article No. 5697853: 999- 1002.

(6)               Pastorino L., Habibi N., CanevaSoumetz F., Giulianelli M., Ruggiero C. Polyelectrolyte multilayers for cell and tissue engineering. European Cells and Materials 2011; 22 (3): 66.

(7)               Habibi N., Pastorino L., Herrera O., Ruggiero C., Polyelectrolyte based molecular carriers: the effect of S-Layer in permeability variation. Journal of Biomaterial Application 2013; 28: 262- 70.

(8)               Habibi N., Pastorino L., Caneva Soumetz F., Ruggiero C. Permeability of S-layer coated polyelectrolyte capsules. Proceed IEEE Nano 2011., Article no: 6144339: 1657- 660.

(9)               Ikeda T., Hata Y., Ninomiya KI., Ikura Y., Takeguchi K., Aoyagi S., et al. Oriented immobilization of antibodies on a silicon wafer using Si-tagged protein A. Analytical Biochemistry 2009; 385: 132- 7.

(10)           Liu Y., Yu X., Zhao R., Shangguan D H., Bo Z Y., Liu G Q. Quartz crystal biosensor for real-time monitoring of molecular recognition between protein and small molecular drug. Biosensors Bioelectronics 2003; 19: 9- 19.

(11)           Nakamura H., Karube I., Current research activity in biosensors. Analytical Bioanalytical Chemistry 2003; 377: 446- 68.

(12)           Lu B., Smyth M. R., Kennedy R O. Oriented immobilization of antibodies and its applications in immunoassays and immunosensors. Analyst 1996; 121: 29- 32.

(13)           Kissinger PT. Biosensors a perspective. Biosensors and Bioelectronics 2005; 20: 2512- 16.

(14)           Hidalgo- Alvarez R., Galisteo-Gonzalez F. The adsorption characteristics of immunoglobulins. Heterogeneous Chemical Review 1995; 2: 249- 68.

(15)           Schuster B., Pum D., Sára M., Sleytr U. B. S-Layer Proteins as Key Components of a Versatile Molecular Construction Kit for Biomedical Nanotechnology. Mini Reviews in Medicinal Chemistry 2006;6:909- 20.

(16)           Weiner C., Sa´ra M., Sleytr UB. Novel protein A affinity matrix prepared from two-dimensional protein crystals. Biotechnology and Bioengineering 1994; 43: 321- 30.

(17)           Vo¨llenkle C., Weigert S., Ilk N., Egelseer E., Weber V., Loth F., et al. Construction of a Functional S-Layer Fusion Protein Comprising an Immunoglobulin G-Binding Domain for Development of Specific Adsorbents for Extracorporeal Blood Purification. Applied Environmental Microbiology 2004; 70 (3): 1514- 21.

(18)           Yeo S J., Shin S-Ho., Nam K T., Yoo P J. Multidimensional Assembly of S‑Layer Proteins on Mobility-Controlled Polyelectrolyte Multilayers. ACS Macro Lett; 2012; 1: 1254- 7.

(19)           Martın-Molina A., Moreno-Floresy S., Perez E., Pum D., Sleytr Uwe B., Toca-Herrera J. L. Structure, Surface Interactions., and Compressibility of Bacterial S-Layers through Scanning Force Microscopy and the Surface Force Apparatus.Biophysical Journal 2012; 9: 1821- 9.

(20)           HabibiN., Karimi B. Fabrication and characterization of zinc oxide nanoparticle coated magnetic iron oxide: Effect of S-layers adsorption on surface of oxide., Journal of Industrial and Engineering Chemistry doi. org/10. 1016/j. jiec. 2013; 11. 039.

(21)           Habibi N. Immobilization of bacterial S-layer proteins from Caulobacter crescentus on iron oxide-based nanocomposite: Synthesis and spectroscopic characterization of zincite-coated Fe2 O3 nanoparticles. Spectrochimica Acta Part A 2014; 125 (5): 362- 59.

(22)           Jalalpoor S., Kasra Kermanshahi R., Nouhi A., Zarkesh Esfahani H. Prevalence of nano structure S-layer and β-lactamase in Bacillus cereus strains. Medical sciences Journal 2010; 20 (3): 157- 63.

(23)           Siroosi M., Amoozegar M., Khajeh K., Habibi Rezaei M., Fazeli M. Purification and characterization of an extracellular halophilic and organic solvent-tolerant amylopullulanase from a haloarchaeon., Halorubrum sp. strain Ha25. Biological journal of microorganism 2013; 2 (7): 1- 14.